8 - Toxoplasmose, neosporose e sarcocistose

8 – Toxoplasmose, neosporose e

sarcocistose 1

 

Toxoplasma gondii

Introdução

A toxoplasmose é uma zoonose de caráter cosmopolita, causada por Toxoplasma gondii, parasito intracelular obrigatório classificado no filo Apicomplexa, família Sarcocystidae, subfamília Toxoplasmatinae, que agrupa os gêneros Toxoplasma, Hammondia, Neospora e Besnoitia (Dubey, 1994a; Mugridge et al., 1999).

As primeiras descrições desse protozoário foram realizadas na França por Nicolle e Manceux, em 1908, em roedor silvestre (Ctenodactylus gundi) e, concomitantemente, no Brasil, Splendore o descreveu em coelhos. O termo Toxoplasma deriva do grego e decorre de seu formato em arco crescente (toxon = arco, plasma = forma), e a palavra gondii é uma referência ao roedor no qual inicialmente foi descrito. Em 1909, o gênero Toxoplasma foi introduzido no filo Apicomplexa (Dubey; Beattie, 1988).

Além dos prejuízos econômicos, particularmente pelas perdas fetais, com grande relevância veterinária, T. gondii é reconhecido como importante agente de zoonose. Estima-se que aproximadamente um terço da população humana no mundo tenha sido exposta ao T. gondii (Dubey, 1998), porém a toxoplasmose geralmente apresenta-se assintomática ou de forma branda em indivíduos imunocompetentes (Tenter et al., 2000).

A toxoplasmose nos animais é uma importante causa de falhas reprodutivas ou abortamentos, principalmente na espécie ovina, na qual determina consideráveis perdas econômicas. Um estudo realizado no Uruguai apontou a toxoplasmose ovina como um importante problema sanitário, gerando prejuízos anuais entre US$ 1,4 milhão a US$ 4,7 milhões (Freyre et al., 1999).

No Brasil, a taxa de crescimento do mercado foi de 1,8 t/ano para a carne ovina (Couto, 2001) e a estimativa do rebanho ovino é de aproximadamente 17 milhões de cabeças. Nos últimos cinco anos, a ovinocultura paulista apresentou um crescimento de 29,5% (IBGE, 2013). O consumo médio de carne ovina no Brasil é considerado baixo, cerca de 700 g por habitante/ano (Couto, 2001), porém a estimativa de consumo interno de carne ovina é crescente, mesmo com dados inferiores à realidade devido à informalidade na criação dessa espécie ser alta. Considerando-se que uma das formas de transmissão do T. gondii é pela ingestão de carne crua ou mal cozida contendo cistos teciduais do parasito, os ovinos podem representar uma importante fonte de infecção para o homem e para os animais carnívoros, especialmente em regiões onde a população possui o hábito de ingerir carne dessa espécie animal (Vitor et al., 1991; Dubey et al., 2012).

Ciclo biológico

Toxoplasma gondii é um parasito intracelular obrigatório, formador de cistos teciduais, que acomete o homem e outras espécies de mamíferos e aves (Black; Boothroyd, 2000). O ciclo biológico de T. gondii é heteroxeno facultativo, sendo o gato e outras espécies da família Felidae os únicos hospedeiros definitivos, nos quais ocorre a fase enteroepitelial caracterizada pela reprodução sexuada de desenvolvimento do protozoário, resultando na formação de oocistos, os quais são eliminados juntamente com as fezes para o ambiente. Nos felídeos, ocorre tanto a fase sexuada como a multiplicação extraintestinal (assexuada) do parasito (taquizoítos e bradizoítos). Nos hospedeiros intermediários, como o homem e os

ovinos (Figura 53), ocorre unicamente a forma de multiplicação assexuada (Dubey, 1986).

Figura 53 – Ciclo biológico do Toxoplasma gondii

 

Os estágios infectantes do parasita são: (a) os taquizoítos (forma de multiplicação rápida), que ocorrem na fase aguda da toxoplasmose;

(b) os bradizoítos (forma de multiplicação lenta – Figura 54), presentes em cistos teciduais, na fase crônica ou latente da infecção; e (c) os esporozoítos, presentes no interior dos oocistos

(figuras 55 e 56), que são eliminados nas fezes de felídeos (idem, 1987). Os três meios primários para a difusão desse protozoário são a transmissão transplacentária, ingestão de tecidos animais contendo cistos infectantes e ingestão de alimentos e água contaminados com fezes de felídeos contendo oocistos esporulados.

Figura 54 – Bradizoítos de Toxoplasma gondii em cisto tecidual

 

Figura 55 – Oocistos não esporulados de Toxoplasma gondii detectados pela técnica de centrífugo-flutuação em sacarose

 

Foto gentilmente cedida por Marcelo de Souza Zanutto.

Figura 56 – Esporozoítos contidos em oocistos esporulados de

Toxoplasma gondii detectados pela técnica de centrifugo-flutuação

em sacarose

 

Foto gentilmente cedida por Marcelo de Souza Zanutto.

Considerando-se que uma das formas de transmissão de T. gondii é pela ingestão de carne crua ou mal cozida, os ovinos podem representar uma fonte de infecção para o homem e para os animais carnívoros (De Silva et al., 1984; Bonametti et al., 1997). Outro modo de transmissão é por meio do leite in natura, pois animais infectados experimentalmente podem eliminar o parasito no período de lactação (Dubey, 1980; Sacks et al., 1982; Chiari; Neves, 1984; Vitor et al., 1991). No leite, T. gondii sobrevive por sete dias à temperatura de 4 ºC (Walsh et al., 1999).

Há relatos recentes da possibilidade de transmissão venérea em ovelhas inseminadas com sêmen contaminado com taquizoítos de T. gondii (Lopes et al., 2009; 2013; Santana et al., 2010). Fêmeas soronegativas produziram cordeiros infectados após monta natural com reprodutores experimentalmente infectados (Lopes et al., 2013).

Sinais clínicos em ovinos

A toxoplasmose é relativamente comum em pequenos ruminantes, com formação de cistos latentes que podem persistir durante a vida do hospedeiro, que pode se manter sem apresentar sinais clínicos da infecção (Mainar et al., 1996). A toxoplasmose clínica geralmente se manifesta na primoinfecção de ovelhas gestantes, resultando na transmissão transplacentária para o feto. A imunidade adquirida após a infecção persiste por toda a vida do animal, e raramente as ovelhas apresentarão novamente problemas reprodutivos causados por T. gondii (Dubey; Kirkbride, 1990; Esteban-Redondo; Innes, 1997). Ovelhas não gestantes susceptíveis geralmente não apresentam sintomatologia (Vaughan, 1996), e a infecção resulta na formação de cistos no tecido nervoso e muscular (Marca et al., 1996). Os machos reprodutores infectados não apresentam alterações específicas devido à infecção por T. gondii, porém, no período da fase aguda da infecção, podem eliminar taquizoítos pelo sêmen (Lopes et al., 2009; Santana et al., 2010; Dubey, 2010).

A toxoplasmose pode ser causa importante de problemas reprodutivos em rebanhos ovinos, com consideráveis perdas econômicas. Os sinais clínicos típicos da infecção por T. gondii são ocorrências de abortamentos, repetição de cio, malformações fetais, nascimento de animais prematuros ou debilitados e mortes neonatais (Buxton et al., 2007a). A severidade da infecção no feto varia de acordo com o estágio da gestação. No início, as consequências são mais graves e podem resultar em morte fetal e reabsorção, aparentando infertilidade. A infecção de ovelhas com dois a quatro meses de gestação pode resultar no nascimento de cordeiro natimorto, fraco ou ainda na formação de feto mumificado (Innes et al., 2009). Além do abortamento, placentite severa e mumificação também podem ocorrer devido à infecção na segunda metade gestacional (Vaughan, 1996).

Outro fator importante na determinação da gravidade da doença é a capacidade da resposta imune fetal contra o parasita, que aumenta com a idade gestacional do feto (Innes; Vermeulen, 2006). A partir de setenta dias de gestação, o feto já consegue responder à infecção. No final do período gestacional, a infecção pode resultar no nascimento de cordeiros clinicamente normais e viáveis, porém infectados (Buxton et al., 2007b). Em ovinos experimentalmente infectados, o abortamento é frequentemente observado, assim como reabsorção fetal e nascimento de cordeiros fracos ou prematuros. Nas ovelhas adultas constatou-se pirexia e aumento da frequência respiratória, mas nenhum outro sinal clínico foi observado (Owen et al., 1998). Foram obtidos cistos teciduais viáveis em amostras de coração, cérebro e musculatura esquelética de ovinos experimentalmente inoculados (Esteban-Redondo et al., 1999).

Diagnóstico

No feto abortado não há lesões macroscópicas patognomônicas características de toxoplasmose, porém, ao exame microscópico, observa-se frequentemente encefalite não supurativa com infiltrado de células mononucleares. Macroscopicamente, a placenta infectada pode apresentar pequenos nódulos esbranquiçados que são observados nos cotilédones (Innes, 1997; Dubey, 2010).

Exames histológicos, sorológicos, isolamento e detecção de DNA de T. gondii auxiliam no diagnóstico da toxoplasmose. Em caso de abortamentos, podem-se observar alterações nos cotilédones placentários, entretanto, a má conservação do material e a autólise prejudicam a análise do material, não sendo o procedimento mais indicado (Dubey; Kirkbride, 1984; Dubey, 2010). Na toxoplasmose congênita, exames sorológicos de fluídos fetais, do cordeiro antes da amamentação e da ovelha infectada, são os procedimentos mais recomendados (Dubey, 2010). Testes sorológicos, tais como Teste de Aglutinação Modificado (MAT), Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI) e Teste de ELISA, são os mais utilizados para detectar anticorpos anti-T. gondii e fornecer informações sobre a ocorrência do agente no rebanho.

Para a detecção do protozoário em amostras teciduais, é recomendado o isolamento em cultivo celular ou em animais de laboratório. Além do isolamento, a utilização de animais de laboratório possibilita o estudo da virulência da cepa (Pena et al., 2008; Ragozo et al., 2008; Dubey, 2010). Para um bom resultado no isolamento, recomenda-se o envio do material (tecido e/ou placenta) imediatamente ao laboratório, sob refrigeração.

Para a detecção de DNA do protozoário, o método utilizado é a Reação da Cadeia pela Polimerase (PCR), com enzimas de restrições (RFLP) (Yai et al., 2009; Soares et al., 2011, Pena et al., 2013), ou ainda a PCR em tempo real (Gutierrez et a., 2012; Juránková et al., 2013).

Epidemiologia

O parasito ocorre de forma cosmopolita, e o principal modo de transmissão é pela ingestão de oocistos presentes no ambiente ou de cistos teciduais em carne de animais infectados (Dubey, 1994b). Nos ovinos, além da possibilidade de infecção pela ingestão de oocistos (Hill; Dubey, 2002), a transmissão transplacentária é considerada uma importante via de transmissão (Duncanson et al., 2001; Dubey et al., 2010).

A prevalência de anticorpos anti-T. gondii varia nas populações, com valores de soropositividade entre 10% e 80% em humanos de vários países. Essa variação entre os grupos étnicos está intimamente ligada a aspectos ambientais e socioculturais, como condições higiênico-sanitárias e hábitos alimentares (Tenter et al., 2000).

Em ovinos, relatos da prevalência de anticorpos anti-T. gondii têm sido descritos em vários países do mundo. Estudos epidemiológicos do agente em ovinos indicam valores que variaram de 3,8% a 95,4% de soroprevalência em mais de cinquenta países (Dubey et al., 2010). É certo que foram utilizados vários testes sorológicos e diferentes pontos de corte, porém, esses resultados demonstram a disseminação mundial do agente nos rebanhos. No Brasil, recentemente foi publicada uma revisão com vários estudos de soroprevalência do agente em ovinos procedentes de diversos estados, nos quais foram utilizados diferentes métodos sorológicos, que revelaram diferentes índices de soropositividade (idem, 2012). A

Tabela 18 sumariza a ocorrência de anticorpos anti-T. gondii e apresenta variações na ocorrência de anticorpos entre 7% e 59% em animais de diferentes regiões brasileiras.

Tabela 18 – Soroprevalência de anticorpos anti-T. gondii em ovinos

criados no Brasil

Estado Nº % Autoria

positivos

Alagoas 432 32,9* Pinheiro Jr. et al.

(2008)

Bahia 45 18,8¥ Gondim et al. (1999)

100 23 do Amaral et al. (1978)

Distrito 1.028 38,2* Ueno et al. (2009) Federal

Minas 155 46,5* Rossi et al. (2011)

Gerais 370 47,8* Freire et al. (1995)

Paraná 118 51,8** Garcia et al. (1999)

157 51,4* Romanelli

(2007)Romanelli

(2007)

43 25,8** Gazda et al. (2006)

305 51,5* Romanelli et al. (2007)

339 54,6* Ogawa et al. (2003)

157 7 de Moura et al. (2007)

167 25,7** Soccol et al. (2009)

Pernambuc 61 35,3* Silva et al. (2003)

o 124 48,4* Bispo et al. (2011)

97 59* Costa et al. (2012)

Rio G. do 409 20,7* Soares et al. (2009)

Norte 102 29,4** Clementino et al.

(2007)

Rio G. do 522 7,7* Silva; Langoni (2001)

Sul e

Santa

Catarina

Rio G. do 92 9,8* Silva et al. (1980)

Sul 100 39# Larsson et al. (1980)

655 8,0¥ Nishihawa et al. (1980)

218 12,8* da Silva et al. (1981)

662 18,2α18,2α Zonta et al. (1987;

1988)

144 30,5¥ Martins et al. (1998)

123 39* Silva e de la Rue

(2006)

Rondônia 141 46,8* Cavalcanti et al. (2004)

São Paulo 177 22,5* Sequeira et al. (1993)

522 7,7* Silva e Langoni (2001)

23 23* Silva et al. (2002)

62 31* Meirelles et al. (2003)

64 14,5* Mainardi et al. (2003)

207 34,7* Figliuolo et al. (2004a)

495 24,2£24,2£ Ragozo et al. (2008)

488 52* Lopes et al. (2010)

382 18,6* Langoni et al.

(2011)Langoni et al.

(2011)

Método de diagnóstico: ¥ LAT, *RIFI, **ELISA, £MAT #Dye Test (DT),

αIHA

Fonte: adaptado de Dubey et al. (2012).

Apesar de o parasita apresentar uma fase sexuada em seu ciclo biológico com oportunidade de recombinação genética no hospedeiro definitivo (Dardé et al., 1992; Sibley; Boothroyd, 1992; Howe; Sibley, 1995), os primeiros estudos que envolveram epidemiologia molecular evidenciaram que diferentes isolados de T. gondii apresentaram-se similares na capacidade de infectar vários hospedeiros, nas características morfológicas e antigênicas, e ainda apresentaram baixa variação genética, quando foram analisados por meio do polimorfismo do comprimento de RFLP (Cristina et al., 1991; Sibley; Boothroyd, 1992) ou marcadores isoenzimáticos (Dardé et al., 1992), revelando, nessas amostras, uma estrutura populacional clonal (Howe; Sibley, 1995).

A clonalidade observada entre os isolados de T. gondii é manifestada pelo isolamento repetitivo do mesmo genótipo em amostras não relacionadas e pela ausência dos vários genótipos recombinantes possíveis. Assim, observou-se que amostras do agente isoladas do homem e dos animais podiam ser agrupadas em três linhagens clonais, designadas como tipos I, II e III (Dardé et al., 1992; Howe; Sibley, 1995). Entretanto, a partir de estudos similares com amostras obtidas na América do Sul, foi observado comportamento diferente dos descritos anteriormente com genótipos não correspondentes aos clonais (Dubey et al., 2002; 2012; Ragozo et al., 2008; Pena et al., 2008; Soares, et al., 2011).

A partir de 2002, foram iniciados vários estudos sobre a virulência e estrutura populacional de isolados do T. gondii de diversas espécies animais utilizando dez marcadores moleculares. Estudos baseados na Reação em Cadeia pela Polimerase (PCR) e no Polimorfismo do Comprimento dos Fragmentos de Restrição (RFLP) do parasito revelaram diversidade em amostras brasileiras e repetição de genótipos encontrados com maior frequência no Brasil, possibilitando a padronização de quatro linhagens: tipo BrI, BrII, BrIII e BrIV. Com a utilização de marcadores microssatélites, também foram reconhecidas diferenças no genótipo entre os isolados brasileiros e os de distribuição mundial (Lehmann et al., 2006). Estudos de virulência dos isolados de T. gondii, com base na mortalidade de camundongos, permitiram a classificação dos genótipos brasileiros em: BrI altamente virulento, BrII e BrIV medianamente virulentos e BrIII não virulento (Pena et al., 2008; 2013; Ragozo et al., 2008; Yai et al., 2009; Soares et al., 2011).

Apesar de poucos trabalhos de genotipagem de isolados de ovinos naturalmente infectados, observou-se a ocorrência de diferenças genotípicas, semelhantes às observadas anteriormente em outras espécies de animais do Brasil (Pena et al., 2008), divergindo do padrão clonal de isolados da América do Norte e Europa. É evidente que amostras de T. gondii isoladas no Brasil apresentam alta diversidade genotípica, contudo, até o momento não foi demonstrada preferência de um genótipo por um determinado hospedeiro, ou seja, os vários genótipos podem infectar diferentes espécies de animais (Dubey et al., 2012).

Profilaxia

Para a prevenção da toxoplasmose, há relatos de tratamento profilático com decoquinato ou monensina durante a gestação, a fim de reduzir a incidência de abortamento (Buxton et al., 1993; Pugh, 2004; Dubey, 2012), porém, esse protocolo é pouco utilizado. Além do mais, o abortamento é observado apenas na primoinfecção, não ocorrendo nas gestações subsequentes.

Até o momento, há uma vacina comercialmente disponível na Europa e Nova Zelândia (Toxovax®, Intervet Shering-Plough), composta por taquizoítos atenuados da cepa S48. Sua administração é realizada três semanas antes do início da estação de monta, sendo observada resposta imune contra infecção natural que persiste por aproximadamente dezoito meses. Apesar de ser possível detectar taquizoítos no sangue dias após a aplicação, nas quatro semanas posteriores não foram encontrados cistos teciduais nos ovinos vacinados. Nos rebanhos ovinos vacinados, houve redução de abortamentos e infecção congênita (Buxton et al., 1993b; Buxton; Innes,1995).

Há vários estudos para o desenvolvimento de novas vacinas como prevenção e controle da toxoplasmose nos rebanhos ovinos com a utilização de taquizoítos atenuados (Falcón; Freyre, 2009), antígeno de superfície (Conde et al., 2001) ou pool de antígenos excretores e secretores (Costa et al., 2008), porém, nenhum apresentou boa eficácia. Recentemente, foram desenvolvidas vacinas de DNA do T. gondii (Hiszczyńska-Sawicka et al., 2010a; 2010b; Li et al., 2010), que conferiram resposta imune mais efetiva. No entanto, são necessários outros estudos experimentais e a campo para confirmação da proteção contra o protozoário (Menzies, 2012).

Na prevenção da ocorrência de T. gondii em rebanhos ovinos, devem-se adotar procedimentos que visem minimizar ou evitar o contato com a fonte de infecção, ou seja, evitar a contaminação de água e alimentos com fezes dos felinos, restringir acesso desses animais ao ambiente de criação dos ovinos, realizar controle populacional de gatos na propriedade e correto armazenamento de ração e feno. Em caso de abortamento, as medidas preconizadas são a incineração ou o enterro do aborto e das membranas fetais (Dubey, 1994a).

 

Neospora caninum

Introdução

Neospora caninum, agente etiológico da neosporose, é um protozoário formador de cistos teciduais, responsável por falhas reprodutivas em várias espécies animais, inclusive nos ovinos (Jolley, 1999; Lindsay, 1995). Até 1988, era confundido com Toxoplasma gondii, devido a suas similaridades estruturais, porém, as duas espécies são distintas em sua ultraestrutura, imunogenicidade e patogenicidade.

Os primeiros relatos desse parasito referiam-se a cães com sintomatologia neurológica, a qual parecia estar associada a um protozoário com morfologia semelhante a T. gondii (Bjerkas et al., 1984), porém, anticorpos anti-T. gondii não foram detectados no soro desses cães, e a infecção experimental em camundongos não se estabeleceu (Bjerkas; Dubey, 1991). Em 1988, relatos de cães com histórico similar confirmaram que se tratava de um novo parasito (Dubey et al., 1988a) e, quando comparadas a estrutura e antigenicidade dos parasitos de ambos relatos, concluiu-se que se tratava de uma nova espécie (Bjerkas; Dubey, 1991).

N. caninum foi agrupado no filo Apicomplexa, como um novo gênero da família Sarcocystidae (Dubey et al., 1988), juntamente com Toxoplasma, Sarcocystis e Hammondia, após análises sequenciais do DNA ou amplificações sequênciais do RNA, pela técnica de PCR (Holmdahl et al., 1994; Schock et al., 2001)

Após sua descoberta, taquizoítos vivos de N. caninum foram isolados em cultura de células e, a partir destes, a neosporose foi induzida experimentalmente em cães inoculados com taquizoítos e um teste sorológico foi desenvolvido, a RIFI, para detecção de anticorpos anti-N. caninum (Dubey et al., 1988b).

Esse parasita tem emergido como um significante patógeno, acometendo várias espécies de animais domésticos e silvestres. Em algumas regiões, tem sido apontado como uma das maiores causas de abortamento e problemas neuromusculares em cães e animais de produção, principalmente em bovinos (Mayhew et al., 1991; Dubey; De Lahunta, 1993).

Ciclo biológico

A transmissão transplacentária foi a primeira via relatada experimentalmente (Dubey; Lindsay, 1996); entretanto, em 1998, o ciclo heteroxeno foi elucidado, envolvendo hospedeiros

intermediário e definitivo (Figura 57).

Figura 57 – Ciclo biológico de N. caninum

 

Inicialmente, o cão foi identificado como único hospedeiro definitivo de N. caninum (McAllister et al., 1998), posteriormente, os coiotes (Canis latrans) (Gondim et al., 2004), o dingo (Canis lapus dingo) (King et al., 2010), e recentemente os lobos acinzentados (Canis lapus) (Dubey et al., 2011) também foram reconhecidos como hospedeiros definitivos, ou seja, que eliminam oocistos nas fezes.

Cães excretam oocistos (Figura 57) cinco ou mais dias após a ingestão de tecidos de animais infectados (Dubey et al., 2007; Pena

et al., 2007). A esporulação dos oocistos (Figura 59) ocorre aproximadamente 24 horas após a excreção, dependendo das condições ambientais, como umidade, temperatura e oxigenação (Dubey et al., 2007).

Os três estágios morfológicos reconhecidos do parasito são representados pelos esporocistos, presentes no interior dos oocistos eliminados nas fezes dos cães, e pelos taquizoítos e bradizoítos, contidos nos cistos teciduais (idem, 2002). Os taquizoítos e bradizoítos estão presentes nos hospedeiros intermediários e definitivos, já os oocistos são eliminados somente pelos hospedeiros definitivos (McAllister et al., 1998; Gondim et al., 2004; Dubey et al., 2011).

Figura 58 – Taquizoítos de N. caninum utilizados na sensibilização

de lâminas para detecção de anticorpos anti-N.caninum pela técnica

de imunofluorescência indireta

 

Foto gentilmente cedida por Aline Rezende Rodrigues.

Figura 59 – Oocistos de N. caninum detectados pela técnica de

centrífugo-flutuação em solução saturada de sacarose

 

Foto gentilmente cedida por Aline Rezende Rodrigues.

Os taquizoítos apresentam morfologia ovoide, lunar ou globular e

medem de 3 μm a 7 μm x 1 μm a 5 μm (Figura 58). Em animais infectados, são encontrados principalmente em células neurais, macrófagos, fibroblastos, endotélio e hepatócitos. Os bradizoítos, que ocorrem no estágio de multiplicação lenta, são circulares ou ovais, com até 107 μm, apresentam parede lisa com 4 μm de espessura e são encontrados encistados principalmente em tecidos neurais, como cérebro, coluna espinhal e retina (Dubey et al., 1988a; 2002; Barr et al., 1991a, 1991b; Dubey; Lindsay, 1996; Speer; Dubey, 1989; Lindsay et al., 1999).

Os hospedeiros definitivos infectam-se ao se alimentarem de tecidos de animais infectados, e os hospedeiros intermediários, como os ovinos, infectam-se pela ingestão de alimentos ou água contaminados por oocistos esporulados. Outra via de infecção é a transplacentária, considerada a principal via de transmissão em animais de produção (Dubey et al., 1998; 2007; Goodswen et al., 2013).

Sinais clínicos

O principal sinal clínico associado à neosporose é o abortamento, principalmente nos bovinos (López-Gatius et al., 2004; 2005), entretanto, também há relatos de animais infectados que apresentam dificuldade de crescimento, baixo peso ao nascer, ataxia, paresia, exoftalmia, hiperextensão de membros traseiros ou dianteiros (Dubey et al., 1998; Barr et al., 1993; Peters et al., 2001; De Meerschman et al., 2005), além de queda na produtividade leiteira (Romero et al., 2005; Tiwari et al., 2007) e descarte prematuro de animais infectados (Bartels et al., 2006).

Em vacas prenhes, observa-se morte fetal quando a infecção ocorre no início da gestação (Barr et al., 1994; Williams et al., 2007; Rojo-Montejo et al., 2009), abortamentos ou nascimento de animais infectados quando a infecção ocorre no segundo terço (Dubey et al., 1992b; Gondim et al., 2004a; Almería et al., 2010), e no último terço da gestação, comumente nascem animais assintomáticos, porém congenitamente infectados (Williams et al., 2000; Gibney et al., 2008).

Em ovinos, até o momento, há poucos relatos da infecção natural, e os sinais clínicos observados procedem de animais experimentalmente infectados, que apresentaram sinais clínicos e alterações histopatológicas similares às descritas em bovinos (McAllister, 1996). Em ovinos, as lesões fetais assemelham-se às causadas por gondii (Dubey, 2010).

Além da produção de anticorpos, ovelhas inoculadas com taquizoítos de N. caninum nos dias 65, 90 e 120 de gestação apresentaram, respectivamente, abortamento, nascimento de cordeiros débeis ou clinicamente normais (McAllister et al., 1996). Sinais clínicos similares também foram observados em infecções naturais (Kobayashi, 2001). Portanto, a gravidade da infecção em ovelhas prenhes pode ser influenciada pelo estágio gestacional (Buxton et al., 1998).

A infecção congênita e o abortamento nem sempre são observados em fêmeas soropositivas. O abortamento geralmente ocorre na primoinfecção, entretanto, ovelhas com infecção crônica também podem abortar nas gestações subsequentes (Jolley, 1999), mas desenvolvem imunidade que confere proteção parcial contra o agente (Buxton et al., 2001).

Diagnóstico

É difícil determinar a causa do abortamento, entretanto, para auxiliar o diagnóstico da neosporose, além das alterações clínicas e zootécnicas observadas em animais infectados, é recomendada a realização de exames laboratoriais, como sorologia, imunoistoquímica (IHQ), isolamento do agente e PCR (Dubey; Lindsay, 1996).

Exames sorológicos para detecção de anticorpos anti-N. caninum, como a RIFI, o Teste de Aglutinação (NAT) e o ELISA, são de grande importância no diagnóstico (Dubey; Lindsay, 1996; Dubey et al., 2007), principalmente em levantamentos epidemiológicos. A sorologia também pode auxiliar no diagnóstico presuntivo de abortamento pelo protozoário, pela detecção de anticorpos nas fêmeas que abortaram ou em sangue e fluidos corpóreos do feto, porém, não é o diagnóstico mais indicado, devido a relatos de baixa sensibilidade e flutuação de títulos de anticorpos (Barr et al., 1995; Wouda et al., 1997; Gottstein et al., 1998; Schock et al., 2000; Álvares-Garcia et al., 2003). Além disso, um resultado negativo não exclui a possibilidade de infecção (Cardoso et al., 2012).

Lesões macroscópicas raramente são observadas. Algumas lesões podem ser encontradas no coração, na musculatura esquelética e no cérebro do feto abortado (Dubey et al., 1998), ou ainda nos cotilédones placentários (Fioretti et al., 2003), porém, a análise é difícil devido à mumificação fetal ou autólise.

Pela análise histológica, cistos podem ser visualizados em tecidos nervosos, porém, o diagnóstico é limitado devido à similaridade morfológica dos cistos de N. caninum e T. gondii e à pequena quantidade encontrada nos tecidos (Hemphill, 1999; Dubey; Lindsay, 1996). Há relatos de outras lesões menos específicas, como placentite necrosante, encefalite multifocal não supurativa, necrose cerebral, meningite e miosite em amostras fetais (Buxton, 1997; McAllister, 1996).

Para melhorar a especificidade da imunoistoquímica, foi desenvolvido antissoro específico para detecção de taquizoítos e cistos de N. caninum nas amostras teciduais (Cole et al., 1993), mesmo assim, ainda há limitações da técnica (Dubey et al., 2006; Reeit et al., 2007), e a execução e interpretação são difíceis (Hemphill, 1999; Peters et al., 2001).

O isolamento em cultivo celular ou em animais de laboratório também são metodologias utilizadas para confirmar a presença do agente, porém, não são simples (Dubey et al., 1988b; Quinn et al., 2002; Pipano et al., 2002; Rodrigues et al., 2005; Kang et al., 2009). A qualidade do material enviado ao laboratório, como fetos abortados autolisados, além da quantidade insuficiente de parasitos viáveis e inativação devido à decomposição do tecido do hospedeiro, dificultam o isolamento de N. caninum no cultivo celular (Conrad et al., 1993; Dubey; Lindsay, 1996).

Entretanto, melhores resultados são observados no isolamento em animais de laboratório, pois provavelmente cistos teciduais apresentam maior resistência à autólise do que os taquizoítos (Dubey, 2003). Até o momento, não há modelos animais indicados para o isolamento do agente. Camundongos knockout são utilizados, porém não são indicados na inoculação de oocistos. Os gerbilos (Meriones unguiculatus) vêm sendo amplamente utilizados em bioensaios e isolamento do agente (Dubey; Lindsay, 2000; Rodrigues et al., 2005).

Para o sorodiagnóstico de N. caninum, duas técnicas principais vêm sendo empregadas: a RIFI (Bjorkman; Uggla, 1999; Ragozo et al., 2003; Figliuolo et al., 2004; Soares et al., 2009; Machado et al., 2011) e o ELISA (Jenkins et al., 1997; Bishop et al., 2011; Pandero et al., 2010).

A técnica da PCR foi incorporada no diagnóstico da neosporose com o objetivo de detectar o DNA do parasita em oocistos, amostras de tecidos e fluidos corpóreos de animais ou fetos infectados (Holmdahl; Mattson, 1996; Kaufmann et al., 1996; Slapeta et al., 2002). A utilização dos métodos moleculares aumentou o limiar de detecção e identificação de N. caninum em amostras teciduais de animais infectados, como placenta ou cérebro (Medina et al., 2006; López-Gatius et al., 2007; Reitt et al., 2007) e ainda permite diferenciar N. caninum de Hammondia heydorni com base nas sequências gênicas do ITS1 (Monteiro et al., 2008).

Recentemente, foi desenvolvida uma PCR-RFLP que propicia diferenciação de oocistos das espécies Hammondia heydorni e N. caninum, o que não era possível devido à semelhança morfológica entre os oocistos das duas espécies (Hill et al., 2001; Slapeta et al., 2002), tornando-se uma importante ferramenta no diagnóstico molecular do N. caninum (Monteiro et al., 2008).

Epidemiologia

A distribuição geográfica de N. caninum é mundial. Recentemente, estudos de prevalência de anticorpos anti-N. caninum intensificaram-se, e estes foram descritos em várias espécies de animais silvestres e domésticos (Dubey, 1999; Gondim, 2006; Dubey et al., 2007; de Almeida Cury et al., 2012), inclusive nos ovinos (Figliuolo et al., 2004; Soares et al., 2009; Rossi et al., 2011; Langoni et al., 2011; Moreno et al., 2012).

O potencial zoonótico desse parasita ainda não é conhecido (Dubey et al., 2007). Apesar da detecção de anticorpos anti-N. caninum em amostras sanguíneas, nenhum caso de neosporose foi relatado em humanos (Tranas et al., 1999; Petersen et al., 1999, McCain, 2008). Por outro lado, o sucesso da transmissão experimental do agente em primatas (Barr et al. 1994) e da infecção de células trofoblásticas em cultivo celular indicam a possibilidade de infecção humana (Carvalho et al., 2010), levantando a questão do potencial zoonótico.

Nos ovinos, N. caninum foi descrito pela primeira vez na Inglaterra em um cordeiro naturalmente infectado pela via transplacentária (Dubey et al., 1990). Posteriormente, vários relatos de infecção natural foram registrados em diversos países (Hassig et al., 2003; Kobayashi et al., 2001; Koyama et al., 2001; Moore, 2005).

Até o momento, ainda há poucos levantamentos epidemiológicos de prevalência do agente na espécie ovina, sendo observadas variações de soropositividade entre 0,45% (Helmick et al., 2002) e 56,6% (Abo-Shehada et al., 2010) em estudos realizados em diversos países. No Brasil, anticorpos anti-N. caninum apresentaram variações entre 8% (Machado et al., 2011) e 65,7% (Soares et al.,

2009) nos inquéritos epidemiológicos em ovinos (Tabela 19).

Tabela 19 – Prevalência de ovinos com anticorpos anti-N. caninum

em diferentes regiões do Brasil

Estado Número de % Autoria

animais positivos

Paraná 305 9,5* Romanelli et al.

(2007)

381 13,9* Munhoz et al.

(2010)

São Paulo 597 9,2 * Figliuolo et al.

(2004)

382 12,8* Langoni et al.

(2011)

1.497 8* Machado et al.

(2011)

Minas 155 26,4** Rossi et al.

Gerais 47,1* (2011)

334 8,4* Salaberry et al.

(2010)

488 13,1* da Silva Andrade

et al. (2012)

Rio Grande 409 1,8* Soares et al. do Norte (2009)

Alagoas 343 9,6* Faria et al.

(2010)

Distrito 1.028 35,4* Ueno et al. Federal (2009)

Roraima 141 29* Aguiar et al.

(2004)

Método de diagnóstico: * Reaçao de Imunofluorescencia Indireta

(RIFI), ** Ensaio Imunoenzimático (ELISA) O primeiro isolado de N. caninum de ovinos naturalmente infectados foi realizado no Japão pela inoculação de tecido cerebral em camundongos imunodeficientes (Koyama et al., 2001). Posteriormente, no Brasil foi obtido o primeiro isolamento do agente pelo bioensaio em cães, procedente de um ovino naturalmente infectado. O cérebro do cordeiro, sem sinais clínicos, com título de anticorpo de 400, foi inoculado via oral em um cão, que, após dez dias, eliminou oocistos. A identificação do isolado teve por base características estruturais, biológicas e moleculares do agente (Pena et al., 2007).

A presença, na propriedade, de canídeos domésticos e silvestres com acesso às instalações e pastagens é considerada importante fator de risco para a transmissão horizontal, pois, quando infectados, eliminam oocistos que contaminam o alimento dos animais (Innes et al., 2000; Dubey et al., 2007; Machado et al., 2011). Estudos epidemiológicos também consideram cães da área rural como um fator de risco para o rebanho, pois apresentam maior soropositividade do que cães da área urbana (Wouda et al., 1999; Fernandes et al., 2002; Guimarães Júnior, 2004; Machado et al., 2011).

Há também fatores que afetam a ocorrência de abortamento nos animais, como a dose infectante (Lopez-Gatius et al., 2005; Dubey et al., 2007), quantidade de oocistos ingeridos (Gondim et al., 2004b), período gestacional (Buxton et al., 1998; Kobayashi et al., 2001; Gondim et al., 2004b) e estado imunológico da fêmea (Dubey et al., 2007). Há relatos de possível associação de perda fetal devido ao protozoário em ovinos (Hassig et al., 2003; Howe et al., 2012), porém, até o momento, N. caninum não é considerado uma importante causa de abortamento em ovinos (Buxton et al., 1998; Dubey et al., 1990; Dubey; Lindsay, 1990; Helmick et al., 2002).

Profilaxia

Há várias estratégias para prevenção e controle do N. caninum nos rebanhos, como verificar a ocorrência do agente por meio do diagnóstico laboratorial, descarte de animais soropositivos, vacinação e utilização de fármacos.

Em infecções experimentais, o toltrazuril apresentou-se efetivo contra a disseminação de taquizoítos em camundongos (Ammann et al., 2004, Gottstein et al., 2001; Kritzner et al., 2002), porém, estudos recentes demonstraram que o fármaco não apresentou efeito em bradizoítos (Debache et al., 2011). Até o momento, ainda não há relatos de drogas disponíveis para evitar a transmissão do agente da mãe para o feto, portanto, no rebanho, recomenda-se evitar a aquisição de vacas soropositivas, bem como a manutenção no rebanho de bezerros infectados congenitamente. Dessa forma, reduz-se o risco de abortamentos e a possibilidade de transmissão vertical do agente para outras gerações de animais.

Outra medida de prevenção e controle da neosporose nos rebanhos é o abate seletivo dos animais soropositivos (Thurmon; Hietala, 1995, 1996; French et al., 1999), porém, deve ser realizado com cautela, devido à inviabilidade econômica, principalmente se o rebanho apresentar baixa taxa de abortamento (Bartels et al., 2006; Häsler et al., 2006a; Larson et al., 2004; Reichel; Ellis, 2006).

Há vários estudos de produção de vacinas com taquizoítos atenuados (Bartley et al., 2007), doses subletais de taquizoítos vivos (Lundén et al., 2002), taquizoítos vivos irradiados (Ramamoorthy et al., 2006) e antígenos recombinantes (Cannas et al., 2003a; 2003b; Alaeddine et al., 2005; Pinitkiatisakul et al., 2005; 2007; Debache et al., 2009; 2010; Nishikawa et al., 2001a, 2001b; Jenkins et al., 2004). Em camundongos vacinados antes da gestação e desafiados durante a gestação, houve bloqueio da transmissão transplacentária (Nishikawa et al., 2001a; 2001b; Liddell et al., 2003; Jenkins et al., 2004; Haldorson et al., 2005; Debache et al., 2009), bem como ocorreu proteção contra sinais clínicos severos em camundongos desafiados com N. caninum atenuados (Lundén et al., 2002; Bartley et al., 2007; Ramamoorthy et al., 2006).

Para bovinos, há uma vacina comercialmente disponível, sendo observada redução na taxa de aborto nas vacas vacinadas em condições de campo, embora a causa dos abortamentos observados e os efeitos dos adjuvantes da vacina não tenham sido determinados (Romero et al., 2004).

Há estudos de vacinas contra neosporose ovina com taquizoítos mortos de N. caninum que conferiram proteção parcial contra a transmissão vertical e perda fetal (Jenkins et al., 2004; O'Handley et al., 2003).

Entretanto, a imunidade em ovelhas naturalmente infectadas é, na maioria dos casos, insuficiente para prevenir infecção fetal durante a gestação, porém, o abortamento repetitivo não é frequentemente observado como em bovinos. Isso sugere que o desenvolvimento de vacinas eficazes contra N. caninum para prevenir infecção congênita pode ser difícil de ser atingido (Innes et al., 2001).

Para evitar a transmissão horizontal, devido à ingestão de oocistos esporulados, recomenda-se limitar o acesso dos canídeos silvestres e domésticos às pastagens e instalações, para evitar a contaminação de água e alimentos destinados ao consumo dos ovinos. Além disso, recomenda-se enterrar ou incinerar carcaças e restos abortivos e evitar a prática de alimentar os cães com carne crua (Paré et al., 1998; McAllister et al., 1998; Atkinson et al., 2000). Outra medida de prevenção da neosporose é impedir a entrada de animais infectados no rebanho, realizando previamente triagem sorológica de animais adquiridos (Innes et al., 2001; Dubey et al., 2007; Goodswen et al., 2013). Manejos reprodutivos também vêm sendo adotados para reduzir a transmissão transplacentária. Além do controle sanitário das matrizes e de doadores de sêmen, recomenda-se também selecionar receptoras soronegativas, as quais podem gerar animais não infectados mesmo que o embrião implantado proceda de doadoras infectadas (Baillargeon et al., 2001; Landmann et al., 2002; Moskwa et al., 2008).

 

Sarcocystis spp.

Introdução Sarcocystis spp. é um protozoário intracelular, agente etiológico da sarcocistose, enfermidade que acomete várias espécies animais, como répteis, peixes, aves e mamíferos. É responsável por perdas econômicas significativas devido ao descarte de carcaças e abortamentos em animais de produção (Tenter, 1995; Borji et al., 2010). O ser humano pode infectar-se por algumas espécies do protozoário, entretanto, nem todas as espécies de Sarcocystis são consideradas zoonoses (Dubey, 1989; Tenter, 1995; Lindsay, 2004).

O primeiro relato de Sarcocystis spp. foi referente a um rato que apresentava cistos brancos filiformes na musculatura estriada, denominados túbulos de Meischeir. Após vinte anos de sua descrição, estruturas semelhantes foram observadas em tecido muscular de suíno. Posteriormente, esse protozoário foi denominado S. meischeriana (Dubey et al., 1989), e desde então várias espécies de Sarcocystis spp. foram descritas e receberam nomeclatura relacionada ao hospedeiro no qual os parasitos foram encontrados.

Após mais de cem anos do primeiro relato do Sarcocystis spp., a ultraestrutura do parasito foi estudada por microscopia eletrônica, e observaram-se estruturas similares às de outros protozoários, como Toxoplasma gondii (Fayer, 2004), sendo agrupado no filo Apicomplexa, classe Sporozoasida, família Sarcocystidae e subfamília Sarcocystinae (Dubey, 1989; Tenter, 1995; Rommel, 1989). O ciclo biológico foi elucidado apenas no início da década de 1970, e todos os estágios evolutivos do gênero Sarcocystis foram esclarecidos por meio da inoculação de bradizoítos em cultivo celular, onde foi possível o desenvolvimento dos estágios sexuais e oocistos (Tenter, 1995). Depois da definição do ciclo de vida do protozoário, outras espécies descritas foram nomeadas de acordo com a estrutura dos cistos e do hospedeiro, porém, o formato e o tamanho dos cistos podem variar com o tempo de infecção e a célula parasitada (Dubey, 1989).

Entre as inúmeras espécies descritas, há quatro que acometem os ovinos − S. medusiformis e S. ovifelis (ou S. gigantea), transmitidas pelos felídeos, e S. ovicanis (ou S. tenella) e S. arieticanis, transmitidas pelos cães. Entre as espécies de Sarcocystis que infectam os ovinos, as mais patogênicas são as transmitidas pelos cães, principalmente S. tenella (Dubey, 1989; Tenter, 1995; Lindsay, 2004). Recentemente, os ovinos também foram considerados como possível hospedeiro intermediário da espécie S. capracanis, após a detecção de merozoítos pela PCR em fluído cérebro-espinal de ovelhas naturalmente infectadas que apresentavam sintomatologia nervosa. Essa espécie é comumente transmitida pelos cães e muito frequentemente observada em caprinos (Formisano et al., 2013).

Ciclo biológico

Sarcocystis spp. é heteroxeno obrigatório, necessitando da participação de hospedeiro carnívoro ou onívoro para completar o ciclo de vida (Lindsay et al., 1995; Fayer, 2004). O esquema do ciclo

biológico está apresentado na Figura 60. Os estágios morfológicos do protozoário são: (1) oocistos contendo dois esporocistos com quatro espozoítos no interior, eliminado nas fezes dos hospedeiros definitivos; (2) merontes presentes no endotélio vascular; e (3) sarcocistos, que são cistos teciduais envolvendo os bradizoítos no seu interior (Tenter, 1995; Dubey; Lindsay, 2006; Lindsay, 2004).

Figura 60 – Ciclo biológico do Sarcocystis spp.

 

Os ovinos infectam-se ao ingerir oocistos esporulados ou esporocistos eliminados nas fezes dos hospedeiros definitivos (cães e gatos). Posteriormente à liberação dos esporozoítos, o parasito atravessa a parede do intestino delgado e penetra nas células endoteliais, multiplica-se por merogonia ou esporogonia, evoluindo para merontes primários, iniciando a fase assexuada do ciclo biológico. Após maturação dos merontes primários, merozoítos liberados no fluxo sanguíneo migram para arteríolas, capilares, veias e vênulas, para desenvolvimento das gerações subsequentes, que parasitam capilares sanguíneos de vários órgãos dos hospedeiros, ocorrendo finalmente o desenvolvimento em

bradizoítos e formação dos cistos teciduais ou sarcocistos (Figura

61), forma infectante para os hospedeiros definitivos (Fayer, 2004; Domenis et al., 2011).

Figura 61 – Cisto de Sarcocystis spp. indicado pela seta em corte

histológico pela técnica de Hematoxilina e Eosina

 

A fase sexuada do ciclo ocorre nos hospedeiros definitivos, que se infectam após ingestão de cistos presentes no tecido muscular dos ovinos. Após a liberação dos bradizoítos no intestino delgado, há a diferenciação em macrogameta e microgametas, que, após a fecundação, originam os oocistos esporulados, contendo dois esporocistos, os quais, após atingirem o lúmen intestinal, são eliminados juntamente com as fezes, contaminando o meio ambiente (Dubey; Lindsay, 2006; Domenis et al., 2011; Fayer, 2004).

Sinais clínicos

A maioria das infecções nos ovinos é assintomática, porém, animais infectados com grande quantidade de esporocistos ou por espécies patogênicas de Sarcocystis podem apresentar febre, anemia, retardo no crescimento, anorexia, perda de peso, distúrbios de coagulação sanguínea (Fayer et al., 1975; Buxton, 1998; Dubey, 1989; Dubey; Lindsay, 2006), claudicação ou andar rígido e diarreia. A sintomatologia nervosa, como convulsões, cegueira e alterações na atividade motora, pode ocorrer devido à penetração do parasito no tecido cerebral ou pela obstrução do fluxo sanguíneo (Pugh, 2004).

Em infecções experimentais, a primeira geração de merogonia, aparentemente, não é patogênica para ovinos, causando apenas aumento da temperatura corpórea, não ocorrendo sintomatologia nem morte (Leek et al., 1977, Dubey; Lindsay, 2006). Os sinais clínicos ocorrem durante o desenvolvimento de merontes maduros de segunda geração no endotélio vascular, principalmente dos rins e do cérebro (Dubey et al., 1989; Herbert; Smith, 1987).

Há relatos de sinais nervosos, como ataxia, paresia (Dubey, 1989; O’Toole et al., 1993), fraqueza dos membros posteriores, tetraparesia evoluindo para o óbito do animal (Jeffrey et al., 1988), abortamentos e natimortos (Uggla; Buxton, 1990; Mackie et al., 1992, Dubey; Lindsay, 2006; Pescador et al., 2007). A miopatia aguda é outro sinal clínico reportado em ovelhas com infecção por Sarcocystis (Jeffrey et al., 1988). Em infecção experimental, a gravidade dos sinais clínicos é dose-dependente, no entanto, animais infectados com doses elevadas de esporocistos de S. tenella apresentaram sintomatologia severa e abortamento (O’Donoghue; Wilkinson, 1988).

Recentemente, foram relatados casos de sarcocistose em ovelhas devido a possível infecção com a espécie S. capracanis. Os animais apresentaram sintomatologia nervosa como ataxia, hiperestesia e dorsiflexão do pescoço, além de alterações hematológicas e bioquímicas indicando danos musculares (Formisano et al., 2013). Apesar de os cordeiros infectados serem mais susceptíveis, fêmeas gestantes também apresentam maior sensibilidade à infecção (Fayer et al., 1988; Dubey; Lindsay, 2006; Pescador et al., 2007), havendo falhas reprodutivas aproximadamente quatro semanas após a infecção (Pugh, 2004). No início da gestação, geralmente ocorre reabsorção ou morte fetal e abortamento no final gestacional, porém, o mecanismo de abortamento devido ao Sarcocystis spp. ainda é desconhecido (Mackie et al., 1992). Raramente é detectado o parasito na placenta ou no feto (Herbert; Smith, 1987).

A infecção da fêmea nas últimas semanas de prenhez pode causar distúrbios metabólicos, como toxemia gestacional, entretanto, quando o abortamento não ocorre, o cordeiro pode apresentar-se fraco, com baixo peso corpóreo e retardo no crescimento (Smith, 1987; Smith et al., 1988).

Diagnóstico

Os hospedeiros definitivos (cães e gatos) geralmente não apresentam sintomatologia, portanto, para o diagnóstico, recomenda-se utilizar técnicas copropasitológicas para detectar oocistos ou esporocistos nas fezes. O diagnóstico de sarcocistose ou de abortamento pelo protozoário em animais de produção não é simples. Nos ovinos, o diagnóstico pela observação dos sinais clínicos apresentados é muito difícil devido à inespecificidade da sintomatologia na fase aguda, no entanto, recomenda-se a utilização de diagnósticos laboratoriais (Dubey, 1989; Tenter, 1995; Lindsay, 2004). O diagnóstico da infecção post mortem é baseado em achados patológicos como hemorragias na musculatura esquelética, cardíaca e da língua, ou ainda encefalite hemorrágica e gliose focal (Leek et al., 1977; Tenter, 1995). A visualização de cistos macroscópicos nos tecidos é preconizada na inspeção da carcaça, porém, nem sempre é possível, devido à pequena quantidade aparente (Herbert; Smith, 1987; Pugh, 2005). Em abortamentos, podem ser observadas alterações hemorrágicas e necrose focal nos placentomas maternos, contudo, nos tecidos fetais não são encontradas lesões, e dificilmente o agente é encontrado (Uggla; Buxton, 1990).

A utilização de técnicas histológicas possibilita a observação de cistos em cortes, principalmente em musculatura do coração, da língua e do tecido cerebral e renal, contudo, não é possível diferenciar morfologicamente a espécie de Sarcocystis envolvida na infecção (Dubey et al., 1989; Uggla; Buxton, 1990). Para aumentar a sensibilidade e especificidade do diagnóstico histológico, foram desenvolvidos métodos imunoistoquímicos (Uggla; Buxton, 1990; Hamir et al., 1993), porém, podem ocorrer reações cruzadas entre as várias espécies de Sarcocystis spp. (Burgess, et al., 1988; O’Donoghuee; Weyreter, 1984), ou ainda com outros protozoários como, Toxoplasma gondii e Neospora caninum (Tenter, 1995). Pela digestão péptica dos tecidos, é possível avaliar os bradizoítos após liberação dos sarcocistos, entretanto, a identificação das espécies é limitada devido à semelhança morfológica das espécies de Sarcocystis spp. O isolamento em cultivo celular é outra metodologia preconizada, principalmente em estudos da biologia do parasito e manutenção do agente para uso como ferramenta para fins diagnósticos (Dubey, 1989; Lindsay et al., 1995; Müller et al., 2013).

Na inspeção post mortem, macro e microcistos podem ser detectados em vários órgãos como esôfago, diafragma, coração, língua e musculatura esquelética (Beyazit et al., 2007; Adriana et al., 2008; Dehaghi et al., 2013). Os macrocistos são detectados principalmente no esôfago, na musculatura intercostal e no diafragma, e com menor frequência do que os microcistos (Fukuyo et al., 2002; Daryani et al., 2006; Dehaghi et al., 2013), sugerindo que a detecção macroscópica apresenta menor sensibilidade diagnóstica (Dehaghi et al., 2013). Vale ressaltar que as espécies S. ovifelis e S. medusiformis desenvolvem quantidades maiores de macrocistos, enquanto S. tenella e S. arieticanis, de microcistos (Dubey et al., 1989a).

Ruminantes, suínos, roedores, cães e gatos podem ser utilizados como modelo experimental para isolamento e estudos da biologia e patogenia do Sarcocystis spp. (Lindsay et al., 1995; Adriana et al., 2008). Entretanto, técnicas de isolamento não são indicadas para diagnóstico de abortos devido à ausência do parasito em fetos abortados (Dubey, 1989; Tenter, 1995).

Para detecção de anticorpos, métodos sorológicos como a RIFI (Tenter, 1988; Uggla et al., 1987) e ELISA (Gasbarre et al., 1984; O’Donoghue;Weyreter, 1984; Smith; Herbert, 1986; Tenter, 1988) são indicados, auxiliando o diagnóstico da infecção e estudos epidemiológicos (Dubey, 1989; Tenter, 1995; Lindsay, 2004), porém, sua utilização é limitada devido a possíveis reações cruzadas entre as espécies de Sarcocystis spp. (Dubey, 1989; Lindsay, 2004) e dificuldade de detecção da resposta imune do hospedeiro na primeira fase de merogonia (Uggla; Buxton, 1990; Buxton, 1998).

Recentemente, o diagnóstico molecular vem sendo intensamente utilizado para determinar a diversidade genética em estudos de taxonomia filogenética e mapeamento epidemiológico (Erlich et al., 1991; Tenter, 1995; Mugridge et al., 2000; Adriana et al., 2008; Domenis et al., 2011; Prakas et al., 2011). Várias técnicas de biologia molecular, como a PCR e suas variantes, são utilizadas, apresentando rapidez e sensibilidade diagnóstica (Erlich et al., 1991; Formisiano et al., 2013). A PCR-RFLP é amplamente utilizada e considerada como método molecular rápido, pouco dispendioso e acurado para discriminar diferentes protozoários, bem como Sarcocystis spp. (Ellis et al., 1995; Heckeroth; Tenter, 1999; Motamedi et al., 2011, Hamidinejat et al., 2014; Formisiano et al., 2013).

Epidemiologia

Até o momento, não existem evidências de que as espécies de Sarcocystis que acometem os ovinos sejam capazes de infectar humanos (Dubey, 1989; Lindsay, 2004; Dubey; Lindsay, 2006). As perdas econômicas não se restringem apenas a problemas reprodutivos, mas também são devidas à condenação de carcaças em abatedouros devido à presença de cistos teciduais (Borji et al., 2010). Apesar de poucos estudos de prevalência do Sarcocystis spp. em ovinos, há relatos de ocorrência em várias partes do mundo (Fukuyo et al., 2002; Ozkayhan et al., 2007; Beyazit et al., 2007; Daryani et al., 2006; Silva et al., 2009; Dehaghi et al., 2013), com elevados índices de ocorrência do agente nos rebanhos ovinos

(Tabela 20).

Tabela 20 – Ocorrência de Sarcocystis spp. em ovinos

Origem Animais % % Autoria

macrocistos microcistos

Mongóli 777 – 96,7# Fukuyo et a al. (2002)

Turquia

– 112 58,92 47,3* Ozkayhan Kirikkale et al.

(2007)

– Izmir 200 24,5 86,5* Beyazit et

al. (2007)

Romêni 48 26,3 91,7** Adriana a et al.

(2008)

Iran

– Arbadil 2.110 33,93 – Daryani

et al.

(2006)

– 450 6% – Dehaghi Kerman et al.

(2013)

112 – 100# Dehaghi

et al.

(2013)

Diagnóstico *histológico, **com triquinoscópio ou #esmagamento

tecidual entre lâminas.

Há fatores que favorecem a elevada prevalência do agente, como o envolvimento de vários hospedeiros definitivos na transmissão, imunidade que não impede reinfecções com reeliminação de oocistos, grande quantidade de oocistos excretados − independentemente do número de cistos teciduais ingeridos e na eliminação nas fezes da forma infectante, que não necessitam de condições ambientais adequadas para a esporulação − e resistência elevada dos esporocistos que permanecem nas pastagens por tempo prolongado (Dubey, 1988; Dubey; Lindsay, 2006).

No Brasil, há relatos de infecção experimental (Pacheco et al., 1995; Botelho; Pacheco, 1996) e de infecção natural (Pescador et al., 2007), entretanto, apenas recentemente houve a primeira descrição de S. tenella em dois ovinos no Brasil (Silva et al., 2011). Os animais assintomáticos eram procedentes dos estados do Rio Grande do Sul e de São Paulo. Apesar de apresentarem anticorpos anti-T. gondii, o isolamento pelo bioensaio em camundongos foi negativo. Pela PCR-RFLP, obtiveram-se produtos sugestivos de parasitos apicomplexa, e pelo sequenciamento do RNA ribossômico 18S, foi possível identificar a ocorrência da espécie S. tenella em ambos os animais (ibidem).

Não há diferenças de susceptibilidade à infecção com relação a sexo e raça, porém, em ovinos mais velhos, acima de um ano de idade, a ocorrência de cistos teciduais apresenta-se significantemente maior do que em cordeiros (Abo-Shehada et al., 1996; O’Zkayhan et al., 2007; Beyazit et al., 2007).

Prevenção e controle

Para o tratamento de animais que apresentam a fase clínica da doença, é sugerida a quimioprofilaxia com salinomicina, monensina ou amprólio (Fayer et al, 1975; Pugh, 2004). Não há vacinas comercialmente disponíveis, porém, há relatos de que animais imunizados experimentalmente com baixa dosagem de esporocistos atenuados podem apresentar certa imunidade (Ford, 1985; Abdel-Baki et al., 2009), com produção de cistos teciduais inviáveis de tamanho reduzido, além de apresentaram resposta imune, sugerindo uma possível proteção contra o protozoário (Abdel-Baki et al., 2009). Entretanto, a imunidade adquirida é mantida por pouco tempo, não sendo eficaz na proteção a longo prazo (O’Donoghue; Wilkinson, 1988).

Para prevenção e controle efetivo, é necessário interromper o ciclo de transmissão do parasito, principalmente reduzindo a contaminação ambiental por oocistos eliminados pelos hospedeiros definitivos. Portanto, recomenda-se primeiramente impedir a ingestão de carne crua pelos carnívoros susceptíveis e enterrar ou incinerar carcaças de animais mortos. Deve-se evitar que cães e gatos tenham acesso à água e aos alimentos fornecidos aos ovinos e deve-se restringir o acesso desses animais aos locais de criação (Dubey, 1989; Tenter, 1995; Fayer, 2004,). Porém, essas medidas são de difícil implementação, especialmente em rebanhos em que o manejo inclui o auxílio de cães (Pugh, 2004).

 

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1 Capítulo de autoria de Alessandra M. A. Ragozo. Médica veterinária com mestrado(2003) e doutorado (2007) em Epidemiologia Experimental Aplicada às Zoonoses pela Universidade de São Paulo (USP). Atualmente é assistente de suporte acadêmico do Departamento de Parasitologia, Instituto de Biociências, Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (Unesp). Tem experiência na área de Parasitologia, com ênfase em Protozoologia Parasitária Animal, atuando principalmente nos seguintes temas: Toxoplasma gondii e Neospora caninum.