4 Metabolismo do Nitrogênio

Introdução

O nitrogênio (N) figura entre os elementos minerais mais abundantes nas plantas e é, frequentemente, um dos principais fatores limitantes para seu crescimento. É encontrado em moléculas importantes, como proteínas e ácidos nucleicos, RNA e DNA. Plantas, ao contrário de animais, têm a capacidade de assimilar o N inorgânico do ambiente e sintetizar todos os 20 aminoácidos encontrados em proteínas, bem como todos os outros compostos orgânicos nitrogenados utilizados por elas.

O N inorgânico disponível no meio ambiente inclui o N do ar e o N mineral, este último representado pelo nitrato e pela amônia presentes no solo. O N do ar não é aproveitado diretamente pela planta, mas incorporado com ajuda de microrganismos, por meio de um processo simbiótico (ver

Capítulo 3).

Tanto o nitrato (NO – 3) quanto a amônia (presente em solução na forma do íon amônio, NH + 4) são prontamente utilizados pela planta, embora, na maioria dos solos, o NH + seja rapidamente oxidado a NO – por bactérias 4 3 nitrificadoras. O NH + 4 prevalece em solos ácidos ou em áreas com vegetação cujas raízes exsudam inibidores do processo de nitrificação, como planícies de gramíneas e florestas de coníferas. A nitrificação também é prejudicada em solos compactados ou alagados, pela baixa

disponibilidade de oxigênio. A Figura 4.1 resume a inter-relação entre as principais fontes de N para as plantas. São duas as fontes de NH + 4 no solo: a fixação (não simbiótica) do N atmosférico e a degradação da matéria orgânica, resultante principalmente da incorporação da vegetação morta. Ambas envolvem a ação de microrganismos do solo, porém são processos lentos, principalmente a primeira. A incorporação de matéria orgânica no solo é uma prática comum na agricultura. A chamada adubação verde refere-se à prática pela qual uma leguminosa é cultivada para realizar a incorporação de grandes quantidades de N atmosférico pelo processo de fixação simbiótica de N e, em vez de ser colhida, é incorporada ao solo para que a matéria orgânica seja degradada e o N transformado em NH + 4. Como a maior parte do N presente na leguminosa foi tirada da atmosfera, e não do solo, o ganho em N no solo adubado dessa maneira é maior.

Entretanto, para o crescimento de culturas melhoradas para alta produtividade, o agricultor comumente usa a adubação mineral, com a aplicação de altas doses de sais de NH + – 4 ou mesmo NO 3. O NH + 4 (p. ex., na forma de sulfato de amônio) tem a vantagem sobre o NO – por ser pouco 3 lixiviado e, portanto, ter pequena perda e, consequentemente, não poluir o lençol freático. A capacidade de troca catiônica do solo faz com que o NH + 4 tenha pouca mobilidade no perfil do solo, ao contrário do NO –. De 3 qualquer forma, no solo o NH + 4 é transformado em NO – 3 pelo processo de nitrificação. Tais características tornam o NO – a forma predominante de N 3 para muitas plantas.

Após sua absorção pela planta, o N inorgânico precisa ser incorporado, ou “assimilado”, na forma orgânica. Depois dessa assimilação, o N é utilizado principalmente nos chamados sítios de consumo da planta, ou seja, nos tecidos em rápido crescimento (folhas em expansão, meristemas, pontas de raiz) e armazenamento de reservas (sementes). A assimilação de N inorgânico em forma orgânica, sua subsequente distribuição pela planta e a utilização nos sítios de consumo constituem processos integrados. Uma

visão global desses processos é mostrada na Figura 4.2.

 

Figura 4.1 Inter-relação das principais fontes de N para plantas, representadas por uma gramínea e uma leguminosa nodulada. 1. Fixação não simbiótica do N atmosférico (bactérias do solo). – 2. Nitrificação (bactérias do solo). 3. Absorção do NO pela planta

3

(normalmente a predominante). + 4. Absorção de NH pela planta (predomina apenas em

4

condições específicas). 5. Fixação simbiótica do N atmosférico (bactérias presentes em nódulos). 6. Incorporação de matéria orgânica ao solo. 7. Degradação de compostos nitrogenados (microrganismos).

Figura 4.2 Inter-relação dos processos de assimilação e transporte de N na planta. Observe a transferência de aminoácidos do xilema para o floema e a consequente reciclagem de aminoácidos entre e raiz e a parte aérea.

 

Absorção do N inorgânico do solo

O NH + 4 é absorvido pelas raízes por processo ativo, quando a concentração externa é baixa, e por processo passivo, em altas concentrações. O processo ativo é mediado por proteínas transportadoras específicas localizadas na membrana externa (plasmalema). Como a planta dificilmente encontra concentrações elevadas de NH + 4 na natureza, o processo ativo figura como o mais importante. Após a absorção, o íon é rapidamente assimilado na forma orgânica, que não deixa de ser um processo de destoxificação, tendo em vista que o acúmulo de NH + 4 pode prejudicar a planta. De fato, o cultivo com alta concentração de NH + pode levar à morte da planta, porém as 4

concentrações toleradas variam de espécie para espécie.

O NO – + 3 , ao contrário do NH 4, é absorvido pelas raízes apenas por processo ativo. A cinética de absorção do NO – apresenta uma curva de 3 saturação do tipo Michaelis e Menten, descrita para enzimas, já que o processo é mediado por uma proteína transportadora localizada na membrana. Essa proteína liga-se ao NO – 3 do meio externo formando um complexo, da mesma forma que uma enzima se liga ao substrato, e, em seguida, lança o íon para o lado interno da membrana, um processo análogo ao da formação do produto da reação enzimática. Portanto, existe um Km para o processo de absorção do íon com o mesmo significado do Km de um substrato de uma reação enzimática, ou seja, quanto mais alto o Km, maior a concentração de íons (ou substrato) necessária para saturar o sistema.

A cinética de absorção do NO – em cevada sugere a existência de três 3 sistemas distintos, cada um com seu Km. Um sistema, aparentemente constitutivo, é de baixa afinidade (Km alto), também conhecido como LATS (low-affinity transport system), o qual funciona apenas em concentrações elevadas de NO – 3. Os outros dois são de alta afinidade (ou HATS – high-affinity transport system) e operam com eficiência quando a concentração externa de NO – é baixa. Um destes dois últimos sistemas 3

(Km para NO – 3 = 7 μM) é constitutivo, enquanto o outro (Km para NO – 3 = 15 a 34 μM) é induzido pelo NO –. A indução pode ser demonstrada 3 experimentalmente, bastando simplesmente medir a absorção em baixas concentrações de NO – 3 após prévia exposição das raízes por tempo e concentrações crescentes do íon. As raízes induzidas dessa maneira passam a absorver baixas concentrações de NO – com maior velocidade em 3 comparação às plantas não induzidas. O significado desses três mecanismos distintos de absorção refere-se à adaptação da planta para ambientes pobres e ricos em NO – 3, pois cada sistema entrará em ação conforme a concentração de NO – encontrada no solo. É comum na natureza encontrar 3

uma variação grande de concentração de NO – 3 até mesmo com a formação de pequenos bolsões de NO – 3 ao redor do mesmo sistema radicular. Quanto ao mecanismo de absorção do NO – 3, além de ser ativo, sabe-se que a entrada do íon NO – dentro da célula é acompanhada por dois (ou mais) 3

prótons, fornecidos por uma ATPase bomba de prótons localizada na

membrana (Figura 4.3).

O destino do NO – 3, após sua absorção pela raiz, está esquematizado na

Figura 4.3.

 

Redução do NO –

3

Os principais locais na planta para a redução do NO – são folhas e raízes. 3 Todas as espécies já estudadas apresentam atividade da enzima redutase do nitrato (RN) nas folhas. Entretanto, a importância relativa da raiz e folha na assimilação do NO – 3 depende de dois fatores: a atividade da RN na raiz e a disponibilidade de NO – 3 no meio. Espécies com capacidade muito baixa em assimilar o NO – 3 nas raízes (p. ex., espécies de Gossypium, Xanthium e Cucumis) enviam todo o íon absorvido (via xilema) para assimilação nas folhas. Espécies com alta capacidade em assimilar o NO – nas raízes (p. ex., 3 Lupinus spp.) dificilmente têm essa capacidade superada pelo NO – 3 absorvido, e, consequentemente, a importância da folha é pequena. Contudo, a maioria das espécies é intermediária em termos de capacidade de assimilar o NO – nas raízes. Nesses casos, a folha torna-se importante 3

apenas quando o NO – 3 no meio estiver em concentração suficiente para superar a capacidade de redução da raiz. No entanto, há exceções a essa regra. Apesar de uma capacidade razoável para a assimilação do NO – na 3 raiz, algumas leguminosas transportam parte significativa do NO – 3 para a folha, mesmo quando a capacidade da raiz não é superada.

Figura 4.3 – Destino do NO absorvido pela raiz. 1. Redução e subsequente assimilação. 2.

3

Transferência e armazenamento no vacúolo. 3. Transporte via xilema. 4. Efluxo. T = proteína transportadora de NO –.

3

 

A redução completa do NO – 3 até NH + 4 requer oito elétrons:

 

Na célula, a redução ocorre em duas etapas, cada uma envolvendo doadores de elétrons específicos:

 

O primeiro passo é catalisado pela enzima RN, localizada no citoplasma, enquanto a redutase do nitrito (RNi), situada no cloroplasto (tecidos verdes) ou nos plastídios (tecidos não verdes), catalisa o segundo.

Na maioria das espécies estudadas, a enzima RN tem NADH como doador específico de elétrons. Entretanto, em algumas espécies a enzima utiliza tanto NADH quanto NADPH. Essa enzima biespecífica pode ocorrer isoladamente ou junto à enzima monoespecífica. Na soja, são conhecidas três isoformas, uma induzida pelo NO – 3 e específica para NADH e duas formas constitutivas, uma específica para NADH e outra biespecífica. A estrutura molecular da RN é bastante complexa, sendo a enzima constituída de duas subunidades idênticas de 110 a 115 kDa. Cada subunidade é composta por regiões distintas, envolvidas na transferência de elétrons do

NADH até o NO – (Figura 4.4). 3

A presença de molibdênio na proteína como cofator é interessante pelo fato de a RN ser uma das poucas proteínas conhecidas em plantas que contêm esse íon. Na deficiência de molibdênio, a atividade de RN fica bastante reduzida.

 

Figura 4.4 Modelo esquematizado da enzima redutase do nitrato, mostrando as duas subunidades, cada uma composta por três entidades com cofatores distintos: uma flavoproteína (FAD), um citocromo b557 (Heme) e um complexo proteína–molibdênio. O fluxo de elétrons de NADH até o NO – via FAD, grupo Heme e molibdênio representa a

3

atividade fisiológica da enzima. Outras reações catalisadas, não fisiológicas (pois não ocorrem na célula), envolvem apenas parte da molécula: passagem de elétrons de NADH até ferricianeto via FAD, e até citocromo c via FAD e grupo Heme; passagem de elétrons de metil viologênio (MV – um doador de elétrons artificial) até o NO – 3 via molibdênio. Essas reações parciais são frequentemente usadas em pesquisas para determinar quais regiões da enzima são comprometidas na presença de inibidores da enzima.

 

Além do NO – 3, a RN pode transformar o clorato em cloreto, bastante tóxico para as plantas. Essa característica é explorada em herbicidas à base de clorato.

 

Regulação da enzima

Em razão da importância estratégica da RN no metabolismo de N em plantas (pois constitui a principal porta de entrada do N no metabolismo da planta), é natural que existam vários mecanismos de controle da sua atividade. Os dois principais pontos de regulação se dão no nível da transcrição (indução) e da pós-tradução. A primeira é mais lenta (leva algumas horas) e é responsável por algumas das mudanças diárias de atividade – por exemplo, o aumento na atividade durante as primeiras horas de luz do dia, quando o fluxo transpiratório leva o NO – 3 até a folha, resultando na indução (síntese de novo) da enzima. O termo indução tem sido usado indiscriminadamente na literatura para qualquer aumento de atividade da enzima, mas nem sempre a indução da enzima foi comprovada por meio da demonstração da sua síntese de novo ou de um aumento do RNAm específico.

Outro importante mecanismo de controle ocorre em nível de pós-tradução. Esse processo de ativação/desativação é bem mais rápido (leva alguns minutos) e pode ser importante, por exemplo, para “desligar” a enzima quando a planta passa da luz para o escuro, pois, havendo falta de ferredoxina reduzida, evita-se o acúmulo de nitrito, que é tóxico às plantas.

O processo de ativação/desativação envolve a transformação da enzima de uma forma inativa para ativa (e vice-versa) por mecanismo de

fosforilação e desfosforilação (Figura 4.5).

A luz influi indiretamente na atividade da RN na folha, provocando mudanças em uma série de íons e metabólitos envolvidos nesse mecanismo de regulação. Com a fotossíntese, ocorrem aumento no teor de açúcares fosforilados (como triose-P) e queda em fosfato inorgânico [p. ex., em função do aumento em adenosina trifosfato (ATP)], proporcionando

condições favoráveis para a ativação da RN (ver Figura 4.5).

 

Figura 4.5 Regulação pós-tradução da enzima redutase do nitrato. Proteína-cinase: estimulada por Ca 2+; inibida por açúcares fosforilados (obs.: teores aumentados pela luz via fotossíntese). Proteína fosfatase: inibida por fosfato inorgânico. A proteína 14-3-3 e o Mg 2+ ligam-se à forma fosforilada da RN, resultando na inativação (obs.: ao contrário de outras enzimas que sofrem ativação e desativação pelo mecanismo de fosforilação/desfosforilação, as duas formas de RN, fosforilada e desfosforilada, são ativas). Adaptada de Kaiser e Huber (2001).

 

A luz também está envolvida na regulação da RN no que se refere à transcrição (via fitocromo). A oscilação diária de atividade entre os períodos de luz e escuro continua quando a planta é transferida para luz contínua, comprovando que a enzima obedece a um ritmo circadiano. Outros fatores que influem na síntese da enzima são o gás carbônico, a sacarose e alguns metabólitos nitrogenados, estando o NO – 3 entre os mais importantes. O NO – 3 tem uma forte influência sobre todos os componentes da assimilação de NO – 3. Além da própria RN, ele regula as proteínas de

transporte (absorção de NO –; ver Figura 4.3), e as enzimas RNi, GS e 3

GOGAT(Fd) (ver adiante). No caso da folha, é importante frisar que não é o teor de NO – 3 aí presente que importa na indução da enzima, mas a quantidade trazida pelo fluxo transpiratório.

A segunda enzima do processo de assimilação do NO – 3, a redutase do nitrito (RNi), é localizada nos cloroplastos, nas folhas e em plastídios, na raiz. A enzima do cloroplasto foi mais estudada e suas propriedades são mais conhecidas. Ela tem a ferredoxina como cofator e, portanto, os elétrons são fornecidos pelas reações fotoquímicas. Sua estrutura é constituída por um único polipeptídio de 60 a 70 kDa, que contém um grupo Siro-Heme (tetra-hidroporfirina contendo ferro) e um agrupamento 4Fe-4S no centro ativo, responsáveis pela transferência de seis elétrons da ferredoxina ao nitrito, até a sua redução em NH + 4. Nessa redução, não há formação de intermediários livres. Apesar de localizada no cloroplasto, há evidências de que a codificação genética da RNi seja nuclear e, portanto, a sua biossíntese ocorra no citoplasma. Um peptídio em trânsito na região N-terminal da enzima determina o transporte para dentro do cloroplasto, onde é posteriormente removido. A enzima da raiz é menos conhecida. Aparentemente, recebe elétrons de uma proteína semelhante à ferredoxina, que, por sua vez, é reduzida por NADPH gerado na via das pentoses-fosfato.

Embora as vias de absorção, assimilação e transporte de N em plantas tenham sido elucidadas em estudos com plantas cultivadas, os poucos trabalhos realizados com espécies selvagens, naturais de ambientes diversos, sugerem a inexistência de grandes diferenças entre espécies. Variações podem ocorrer em virtude da disponibilidade de nutrientes, quando a importância relativa dos processos pode mudar bastante. Embora todas as espécies estudadas apresentem alguma capacidade de reduzir o NO – 3, muitas, talvez a maioria, vivem em ambientes onde a disponibilidade do NO – é muito baixa. Essas podem fazer uso de fontes atmosféricas 3

trazidas pelas chuvas (amônia, principalmente), ou mesmo do N da matéria orgânica em decomposição.

 

Fotossíntese e a assimilação de NO –

3

A eficiência do processo de assimilação do NO – 3 é maior na folha. Na raiz ou em outros tecidos não verdes, a redução do NO – e a assimilação de 3 NH + 4 dependem da energia química do metabolismo de fotoassimilados fornecidos pelas folhas. Dessa forma, consomem energia fotoquímica utilizada na fixação do gás carbônico. No cloroplasto, isso nem sempre acontece, pois os seis elétrons utilizados na redução do nitrito podem ser fornecidos diretamente pelas reações fotoquímicas, sem que haja competição com a fixação do gás carbônico. Pelo menos isso é possível sob alta intensidade luminosa, quando há excesso de energia fotoquímica e a assimilação do carbono satura facilmente. Em algumas plantas C , nas quais 4 a saturação da fotossíntese pela luz é mais difícil, a competição entre a assimilação do NO – 3 e do gás carbônico pela energia fotoquímica é evitada de outra maneira. As enzimas da assimilação do NO – estão localizadas nas 3 células do mesofilo, principal local das reações fotoquímicas, enquanto o ciclo de Calvin está restrito às células da bainha vascular, onde a reduzida atividade do fotossistema II limita o fluxo de elétrons não cíclico e, consequentemente, prejudica o fornecimento de ferredoxina reduzida. O mesmo argumento é válido para a redução do NO – 3 em nitrito, que utiliza NADH gerado pelo metabolismo respiratório. Na folha, os metabólitos envolvidos estão diretamente associados às reações fotoquímicas via um mecanismo de lançadeiras, que não dependem da assimilação do carbono e,

portanto, não competem com ela (Figura 4.6).

 

Assimilação de NH + e o ciclo da sintase do glutamato

4

A natureza prejudicial do NH + 4 exige a sua rápida assimilação, evitando seu acúmulo nos tecidos. Para esse fim, os tecidos dispõem de um eficiente sistema de assimilação que funciona em baixas concentrações de NH + 4. A enzima responsável é a sintetase da glutamina (GS), que catalisa a união do NH + 4 com o ácido glutâmico para formar glutamina:

 

Reação catalisada pela enzima sintetase da glutamina (GS), encontrada na maioria dos tecidos das plantas, embora com grande variação de atividade. Em nível subcelular, ocorre tanto no citosol quanto em plastídios. Constituída de oito subunidades, tem massa molecular de 300 a 370 kDa, dependendo da espécie. São encontradas duas isoformas: a GS , localizada no citosol e a forma predominante nas raízes; e GS , situada no 1 2 cloroplasto e a forma predominante nas folhas. As subunidades de GS e GS são 1 2 sintetizadas a partir de genes distintos. Nas folhas, a GS é a maior responsável pela 2 assimilação de NH + – , tanto proveniente da redução de NO quanto da fotorrespiração.

4 3

 

A eficiência desse processo é muito superior à taxa de produção de NH + 4 formada principalmente pela redução de NO – 3 e, nas folhas de plantas C3, pela fotorrespiração, cuja taxa de produção pode superar a redução do NO – em 10 vezes. Dessa forma, em condições normais, o NH + é mantido 3 4 em concentrações baixas nos tecidos vegetais.

Figura 4.6 Fonte de poder redutor para a redutase do nitrato em folhas. Em plantas C , 3 elétrons gerados nas reações fotoquímicas são transferidos do cloroplasto para o citosol, principalmente via 3-fosfoglicerato/triose-P. Em plantas C , em que a redução do nitrato é 4 restrita às células do mesofilo, o oxaloacetato/malato desempenha o mesmo papel, embora o sistema 3-fosfoglicerato/triose-P também possa funcionar em paralelo.

 

 

Embora o papel de assimilar NH + 4 tenha sido atribuído à GS, ela não é a única enzima capaz de catalisar a incorporação de NH + em forma orgânica. 4 A desidrogenase do glutamato (GDH) catalisa uma reação (reversível) entre 2-oxoglutarato, NH + 4 e NADH, formando assim o aminoácido ácido glutâmico:

Reação catalisada pela enzima desidrogenase do glutamato (GDH). A enzima é encontrada em diversos tecidos das plantas, mas principalmente em mitocôndrias de folhas, sugerindo que possa ter algum papel na assimilação do NH + produzido na

4

fotorrespiração. O assunto é, porém, bastante controverso. A GDH é ativada por Ca 2+ e induzida por NH +. A estrutura molecular da enzima é constituída de seis subunidades com

4

M de 42,5 kDa e 43 kDa. r

 

Entretanto, a GDH não é muito eficiente na direção de assimilação, pois o Km para NH + é alto, o que significa que a reação nessa direção só é 4

eficiente quando de concentrações elevadas desse íon. Apesar disso, durante muito tempo se pensou que a GDH, e não a GS, desempenhava a função de assimilar NH + 4 nas plantas, simplesmente porque não era conhecida nenhuma reação que pudesse dar prosseguimento à assimilação do N via glutamina. O ácido glutâmico produzido na reação é, por sua vez, prontamente utilizado na formação de todos os outros aminoácidos.

Esse dogma mudou quando dois pesquisadores britânicos, Peter Lea e Benjamin Miflin, descobriram, em plantas, uma enzima capaz de transferir o N de glutamina para 2-oxoglutarato, formando o ácido glutâmico. Essa nova enzima foi denominada aminotransferase de glutamina:2-oxoglutarato ou GOGAT (conhecida também como sintase do glutamato). A reação catalisada por essa enzima necessita de dois elétrons, fornecidos pela ferredoxina (isoforma localizada no cloroplasto) ou NADH (isoforma de tecidos não verdes):

Reação catalisada pela enzima amidatransferase de glutamina: 2-oxoglutarato (GOGAT). São conhecidas duas isoenzimas de GOGAT com diferentes especificidades pelo doador de elétrons: a enzima do cloroplasto utiliza a ferredoxina (Fd), enquanto a enzima encontrada em tecidos não verdes é específica para NADH. As duas são flavoproteínas com um centro Fe-S; a dependente de NADH é composta por uma subunidade em torno de 230 kDa.

 

É importante observar que são formadas duas moléculas de ácido glutâmico. Uma das moléculas de ácido glutâmico pode ser consumida na formação de outros aminoácidos, via transaminação, e a outra retornar para assegurar a continuação da atividade da GS. Essa inter-relação entre a GS, a GOGAT e a aminotransferase (conhecida como o ciclo da sintase do glutamato) está representada no esquema a seguir e mostra o fluxo de N a partir do NH + 4 até a formação de aminoácidos:

 

Nas folhas, esse processo ocorre dentro do cloroplasto, onde a enzima GOGAT é específica para ferredoxina como doador de elétrons. Embora atividade de GS seja também encontrada fora do cloroplasto (GS ), ela é 1 muito baixa em comparação à enzima do cloroplasto (GS2). A síntese de muitos aminoácidos se completa no cloroplasto, embora a interconversão e a síntese de aminoácidos também aconteçam fora dessa organela.

Estabelecida a importância do sistema GS/GOGAT na assimilação do NH +, fica a pergunta: qual, então, a função da GDH? Embora não 4

descartada a possibilidade de uma função assimilatória em condições muito especiais, nas quais a sua baixa afinidade pelo NH + 4 possa ser superada, a GDH certamente desempenha uma função na degradação de aminoácidos. Dois motivos apontam para isso: em primeiro lugar, a reação catalisada por essa enzima é plenamente reversível; em segundo, a sua atividade costuma ser mais alta em tecidos senescentes, em que a mobilização de proteínas ocorre por meio da degradação de aminoácidos. Dessa forma, o N dos aminoácidos liberados das proteínas atacadas por enzimas proteolíticas e, depois, transferido para o glutamato, via aminotransferases, é finalmente liberado como NH + + 4 pela GDH. Esse NH 4 fica disponível para transformação em compostos de transporte de N, como glutamina e asparagina, que completam o processo de mobilização de N de tecidos senescentes para tecidos em desenvolvimento.

Entretanto, não são apenas os tecidos senescentes que exportam o N para outras partes da planta na forma de glutamina e asparagina. Os principais locais de redução e assimilação de NO –, as raízes e as folhas, 3 também o fazem e em grande quantidade. Nessa situação, nem toda a glutamina formada via GS segue pela GOGAT, podendo ser exportada como composto de transporte ou ser primeiro transformada em asparagina para depois ser transportada nessa forma. Essa assimilação de N direcionada ao transporte funciona paralelamente ao sistema GS/GOGAT já descrito. É evidente que a simples assimilação do NH + 4 em glutamina para fins de transporte acabaria em pouco tempo com o ácido glutâmico endógeno. Entretanto, para cada NH + assimilado para transporte na forma 4 de glutamina, há outro assimilado pelo sistema GS/GOGAT para repor o ácido glutâmico usado na geração de glutamina para transporte:

Nessa situação, os dois sistemas devem funcionar simultaneamente. Quando há formação de asparagina, a reação envolve a glutamina e o ácido aspártico, catalisada pela sintetase da asparagina (AS):

 

Nesse caso, mais uma vez o funcionamento em paralelo do sistema GS/GOGAT assegura a produção de ácido aspártico consumido nessa reação:

 

Portanto, o sistema GS/GOGAT tem duas finalidades principais nos tecidos de assimilação primária: fornecer o N para a formação de todos os aminoácidos necessários para a síntese de proteína no próprio tecido, suprindo assim a demanda local, e produzir glutamato e aspartato para a formação das amidas necessárias para o transporte de N até outros tecidos (drenos).

 

Transporte do N

O transporte do N pela planta é um importante elo entre os sítios de assimilação e os drenos. Esse transporte a longa distância envolve tanto o xilema quanto o floema. O transporte pelo xilema basicamente faz a ligação entre a raiz e a folha, pois depende da transpiração, sendo assim responsável pelo escoamento dos produtos da assimilação na raiz (incluindo os nódulos, no caso de leguminosas noduladas), bem como pelo transporte do excesso de NO – 3 absorvido pelas raízes até as folhas, outro sítio importante de assimilação do NO –. 3

O transporte de N na planta envolve compostos específicos e característicos da espécie. No geral, predominam os principais produtos da assimilação do N, como glutamina e asparagina. É característica das leguminosas a predominância de asparagina, com a glutamina frequentemente em segundo lugar. Ambos são produtos primários dos processos de assimilação, tanto do NO – 3 quanto da fixação simbiótica do N. Nas gramíneas, predomina a glutamina, enquanto a asparagina está presente em quantidades mínimas. No entanto, o número de espécies estudadas é relativamente pequeno para generalizar, quadro que pode mudar no futuro.

São conhecidos alguns casos especiais, ou seja, espécies que fogem a essa regra. O mais bem documentado é o caso das leguminosas da tribo Phaseoleae (p. ex., soja, feijão, feijão-de-corda), nas quais predominam os ureídos, sendo responsáveis por 60 a 90% do N transportado no xilema. Os ureídos alantoína e ácido alantoico são produtos quase específicos da fixação simbiótica de N nessas espécies, de modo que a sua presença é mínima no sistema de transporte de plantas não noduladas, cultivadas com NO –. Em razão dessa especificidade, o transporte de ureídos no xilema 3

pode ser usado como indicador do grau de fixação do N nessas espécies.

Os ureídos alantoína e ácido alantoico são formados no nódulo via catabolismo de purinas. O teor de N (4N:4C) na molécula é mais alto que em outros compostos de transporte, como a asparagina (2N:4C) e a glutamina (2N:5C).

 

 

Mesmo nas leguminosas que apresentam o metabolismo de N baseado em ureídos, o aminoácido asparagina geralmente aparece em segundo lugar e predomina no xilema nas plantas não noduladas.

São conhecidas outras formas características de transporte de N na planta – por exemplo, a citrulina (inclusive produto da fixação de N2) em Alnus e Casuarina e a arginina em muitas árvores. Esses dois aminoácidos se caracterizam pela alta relação N:C (citrulina, 3:6, e arginina, 4:6).

Uma parte bastante significativa do N transportado via xilema não alcança a folha, uma vez que, durante o percurso, é constante a transferência de aminoácidos para o floema. Ocorre um processo seletivo nessa transferência, pois os aminoácidos básicos (arginina, lisina etc.) são transferidos com maior facilidade, os neutros (asparagina, glutamina etc.) com facilidade menor, enquanto os aminoácidos ácidos são mais difíceis de transferir. O NO –, aniônico como os aminoácidos ácidos, é totalmente 3

excluído da transferência e, por essa razão, serve para diferenciar a seiva do xilema da seiva do floema.

Apesar da seletividade na transferência de aminoácidos do xilema para o floema, o conteúdo do floema não apresenta uma abundância de aminoácidos básicos. Pelo contrário, os mesmos aminoácidos abundantes no xilema (geralmente asparagina e/ou glutamina) são os principais aminoácidos encontrados no floema. A explicação está na maior concentração no xilema, que compensa as restrições de transferência. Por sua vez, os aminoácidos básicos normalmente estão em baixíssima concentração no xilema (exceto arginina em algumas árvores).

Como o transporte no floema se dá nos dois sentidos, parte do N transferido é devolvida para a raiz, onde pode ser metabolizada ou retornada para o xilema. Essa reciclagem de N pode ter um importante papel regulatório nos processos de assimilação, servindo como indicador do estado nutricional da planta em termos de N. Além da transferência de N do xilema para o floema, aminoácidos produzidos na assimilação do NO – 3 nas folhas são carregados no floema para transporte. No final do ciclo da planta, na fase reprodutiva, há mobilização de grande quantidade de N, na forma de aminoácidos, das folhas e do caule para os frutos em desenvolvimento, que representam os drenos mais fortes nessa fase. O transporte de N para os frutos envolve principalmente o floema, pois os frutos e, em particular, as sementes têm poucas ligações com o xilema ou nenhuma. Contudo, pelo menos em algumas espécies, existe uma concentração de tecidos especializados na transferência do N do xilema para o floema na região do pedúnculo. No fruto de uma leguminosa, as ramificações do floema permeiam os tegumentos (casca da semente). É nesse ponto que as substâncias transportadas pelo floema, compostos nitrogenados inclusive, são descarregadas do floema por mecanismo ativo (dependente do ATP), entrando nos tecidos do tegumento e atravessando-os, inicialmente por via simplástica e, depois, pelo apoplasto. Finalmente, acabam sendo secretadas entre o tegumento e os cotilédones, quando são absorvidos por esses tecidos, provavelmente por meio de mecanismo ativo. Durante todo esse percurso entre o floema e os cotilédones, as substâncias de transporte estão sujeitas a serem metabolizadas, dependendo do complemento de enzimas presentes nos respectivos tecidos. Por exemplo, no fruto da soja, os ureídos são totalmente metabolizados após o descarregamento do floema no tegumento, sendo a glutamina o principal produto desse metabolismo e, portanto, responsável por transportar o N até o cotilédone. Compatível com esse processo, um cotilédone isolado e colocado em meio de cultura, tendo glutamina como única fonte de N, cresce e produz todos os aminoácidos necessários para a síntese de proteínas de reserva. Por sua vez, o cotilédone tem baixa capacidade para metabolizar os ureídos. Outros compostos de transporte, como a asparagina, podem ser parcialmente metabolizados durante esse percurso pelo tegumento. O caminho metabólico dos compostos de transporte, usando como exemplo a soja, segue essencialmente a via GS/GOGAT, embora partes desse conjunto de reações possam estar separadas entre o tegumento e o cotilédone, conforme as atividades enzimáticas dos tecidos:

 

O transporte de N para os frutos é importante para fornecer os aminoácidos necessários para a síntese de proteínas de reserva armazenadas na semente, para uso como fonte de N durante a germinação. Muitas espécies cultivadas para a produção de grãos contêm quantidades elevadas de proteínas na semente, podendo-se destacar a soja, cujo teor de proteína no grão pode atingir cerca de 50% do peso. O transporte de N evidentemente é intenso para o fruto, mas não é fornecida uma mistura de aminoácidos na proporção certa para a síntese das proteínas, e sim algumas substâncias específicas. Consequentemente, ocorre intenso metabolismo dessas substâncias nos frutos, para assegurar a síntese de todos os aminoácidos necessários para a formação das proteínas.

 

Utilização do N transportado nos sítios de consumo A distribuição das substâncias do transporte do N via floema e xilema para os sítios de consumo (drenos) implica o seu pronto metabolismo. O metabolismo de N nos sítios de consumo envolve, principalmente, a transformação do N descarregado das vias de transporte em outros aminoácidos e a sua incorporação em proteínas. São abordadas aqui as três formas do transporte de N orgânico destacadas neste capítulo (glutamina, asparagina e ureídos).

O metabolismo da glutamina nos sítios de consumo segue um caminho muito próximo àquele encontrado nos sítios de assimilação. A glutamina é primeiro metabolizada via GOGAT, com a formação de duas moléculas de glutamato. Ao contrário do processo de assimilação, ambas as moléculas de glutamato participam na transaminação, na qual o N é usado na formação de outros aminoácidos.

 

Dessa forma, uma molécula de glutamina assegura a reciclagem de uma molécula de oxoglutarato necessário para a reação da GOGAT, e o outro oxoglutarato, produto da transaminação do segundo glutamato, sobra para contribuir com o metabolismo de carbono. Nesse caso, a enzima GOGAT envolvida é a forma dependente de NADH como doador de elétrons, tendo em vista a sua distribuição em tecidos não verdes.

No caso de asparagina, a forma inicial do seu metabolismo varia de acordo com o tecido. Duas vias são conhecidas, uma envolvendo a enzima asparaginase e outra a enzima aminotransferase da asparagina. A primeira é encontrada em sementes imaturas e folhas na fase inicial de expansão. A reação catalisada leva à hidrólise do grupo amida, liberando NH + 4:

 

A segunda via, envolvendo a aminotransferase da asparagina, é encontrada principalmente em folhas e tecidos verdes. Essa enzima é também conhecida como aminotransferase de serina:glioxilato, envolvida na formação de glicina durante o processo de fotorrespiração. Essa confusão na nomenclatura decorre do fato de que a enzima tem baixa especificidade pelo substrato, utilizando tanto serina quanto alanina ou asparagina como doadores do grupo amino. Com a asparagina como substrato, o produto é o ácido 2-oxossuccinâmico, o qual sofre, em seguida, a desaminação e a redução, não necessariamente nessa ordem (vias I e II):

Independentemente da forma inicial do metabolismo de asparagina, o N do grupo amida acaba sendo liberado na forma de NH + 4. A partir desse ponto, o metabolismo segue a via GS/GOGAT:

 

No caso dos ureídos, os quatro átomos de N contidos na molécula são liberados um por um na forma de NH + 4:

O destino metabólico do NH + 4 assim formado segue o mesmo caminho da assimilação de NH + descrito para o metabolismo de asparagina. 4

 

Aminotransferases

Após passar pelo sistema GS/GOGAT, o N segue o seu caminho na formação de outros aminoácidos, via reações de transaminação. As enzimas envolvidas, as aminotransferases (ou transaminases), catalisam a reação geral entre um aminoácido e um 2-oxoácido, sendo normalmente reversível:

 

As duas aminotransferases mais bem estudadas em plantas são a aminotransferase do aspartato (AspAT) e a aminotransferase da alanina (AlaAT). Justamente pela reversibilidade dessas reações, as duas enzimas também são conhecidas, respectivamente, como transaminase de glutamato:oxaloacetato (GOT) e transaminase de glutamato:piruvato (GPT). A maioria dos tecidos vegetais apresenta alta atividade dessas enzimas. As aminotransferases teriam o papel de dar sequência ao sistema GS/GOGAT, tendo em vista que o glutamato é substrato de AspAT e AlaAT. Também desempenham um papel importante nas folhas de plantas com alguns dos tipos de mecanismo C4.

Apesar de essas duas aminotransferases apresentarem baixa especificidade pelo substrato, são enzimas distintas. Não é conhecida nenhuma aminotransferase para a interconversão direta de aspartato e alanina, apenas aspartato e glutamato ou alanina e glutamato. Dessa forma, para o N de aspartato ser transferido para alanina (ou vice-versa), é necessário passar pelo glutamato. Na maioria dos casos, os demais aminoácidos recebem seu N via transaminação ou diretamente do glutamato ou de alanina e aspartato.

Outras aminotransferases caracterizadas são as duas envolvidas no processo de fotorrespiração (folhas de plantas C3). Uma delas, a aminotransferase de serina:glioxilato, catalisa reação irreversível:

 

E a outra, a aminotransferase de glutamato:glioxilato, reação reversível:

 

A aminotransferase de serina:glioxilato é a mesma enzima que catalisa a transaminação entre asparagina e glioxilato, já mencionada. Assim como AspAT e AlaAT, essas outras aminotransferases não apresentam alta especificidade pelos substratos, parecendo ser esta uma característica desse tipo de enzima. Por exemplo, a aminotransferase da serina:glioxilato pode usar ainda serina e piruvato como substratos.

 

Biossíntese de aminoácidos

Direta ou indiretamente, a transaminação é responsável pela formação do grupo 2-amino de todos os aminoácidos. O esqueleto de carbono é formado a partir de precursores encontrados na glicólise, na via das pentoses-fosfato e no ciclo de Krebs. Uma visão global da origem do esqueleto de carbono

dos 20 aminoácidos proteicos é dada no esquema da Figura 4.7.

É conveniente dividir a biossíntese dos 20 aminoácidos proteicos em grupos ou “famílias” de acordo com os caminhos metabólicos que se iniciam com determinados precursores comuns. Essa associação pode ser

facilmente verificada na Figura 4.7. Os precursores em comum são aspartato, piruvato, eritrose-4-fosfato, glutamato e fosfoglicerato. A regulação dessas vias envolve mecanismos de retroinibição de enzimas alostéricas em pontos-chave da via biossintética, geralmente no primeiro passo e nos pontos de bifurcação.

 

Família do aspartato | Treonina, lisina, metionina, isoleucina e asparagina

A formação da asparagina e do aspartato é intimamente relacionada com o

metabolismo de carbono, detalhado na Figura 4.7. O caminho biossintético dos demais aminoácidos dessa família, treonina, lisina, metionina e

isoleucina, está representado na Figura 4.8. Detalhes dos passos entre treonina e isoleucina são apresentados adiante, junto à família do piruvato.

Em folhas, essa via biossintética está situada no cloroplasto, e a localização subcelular em outros tecidos é desconhecida. A regulação dessa via é complexa em virtude do número de aminoácidos produzidos; cada aminoácido regula a sua própria biossíntese por retroinibição, e o primeiro passo catalisado pela cinase do aspartato é também um ponto de controle

(Figura 4.9).

Figura 4.7 Inter-relação entre as vias de biossíntese dos 20 aminoácidos proteicos e o metabolismo do carbono. ALA: alanina; ARG: arginina; ASP: aspartato; ASN: asparagina; CYS: cisteína; PHE: fenilalanina; GLU: glutamato; GLN: glutamina; GLY: glicina; HIS: histidina; ILE: isoleucina; LEU: leucina; LYS: lisina; MET: metionina; ORN: ornitina (aminoácido não proteico); PRO: prolina; SER: serina; THR: treonina; TYR: tirosina; TRP: triptofano; VAL: valina.

 

Dessa forma, cada aminoácido inibe a primeira enzima da ramificação específica da sua produção. A isoleucina inibe a desidratase da treonina, a metionina (ou seu derivado imediato, a S-adenosil-metionina) age como repressor da cistationina-gama-sintase e a treonina inibe uma das duas isoenzimas da desidrogenase da homosserina. A outra isoenzima da desidrogenase da homosserina (insensível à treonina) assegura que a treonina não prejudique a síntese de metionina. A lisina inibe a sintase do di-hidropicolinato, a primeira enzima da ramificação que leva à sua síntese. O primeiro passo comum para todos esses aminoácidos, mediado pela cinase do aspartato, é regulado pela lisina e pela treonina. São conhecidas três isoenzimas, duas inibidas pela lisina e a outra pela treonina. Embora esse mecanismo de controle pela aspartato cinase evite que nem a lisina nem a treonina prejudiquem a síntese da outra, é evidente que as duas juntas prejudicam a síntese de metionina. Isso é bem conhecido em plantas, pois o cultivo de calos de arroz ou plântulas de cevada in vitro com lisina e treonina juntas no meio de cultivo leva à forte inibição do crescimento. A inclusão de metionina no meio elimina completamente essa inibição.

 

Figura 4.8 Biossíntese de lisina, treonina, isoleucina e metionina.

Figura 4.9 Regulação da biossíntese dos aminoácidos da família do aspartato. Enzimas-chave: 1: cinase do aspartato (3 isoenzimas: A – sensível à treonina; B e C – sensíveis à lisina); 2: desidrogenase da homosserina (2 isoenzimas: A – sensível à treonina, B – resistente à treonina); 3: sintase do di-hidropicolinato; 4: desidratase da treonina; 5: cistationina-gama-sintase. Obs.: as isoenzimas cinase do aspartato-A (1A) e desidrogenase da homosserina-A (2A) são um só polipeptídio bifuncional, ou seja, com dois domínios, um para atividade de cinase do aspartato e outro com atividade de desidrogenase da homosserina, sendo ambas as atividades inibidas por treonina.

 

 

A biossíntese de isoleucina será tratada junto à leucina, tendo em vista que seus passos metabólicos são idênticos.

 

Família dos aminoácidos aromáticos | Fenilalanina, tirosina e triptofano

Os aminoácidos “aromáticos” fenilalanina, tirosina e triptofano são sintetizados a partir de fosfoenolpiruvato (PEP) e eritrose-4-fosfato, intermediários, respectivamente, da glicólise e do ciclo de Calvin e da via das pentoses-fosfato. O caminho é bastante longo e apenas alguns

intermediários-chave estão incluídos no esquema (Figura 4.10).

A regulação da via biossintética em plantas não é bem conhecida. A primeira enzima, a sintase do 3-desoxi-arabino-heptulosonato (sintase do DHAP), aparentemente tem duas isoformas, uma inibida pelo prefenato e outra pelo arogenato, os precursores da fenilalanina e da tirosina. Apesar de haver duas rotas metabólicas para a formação de fenilalanina e tirosina a partir do prefenato, o caminho via arogenato parece ser o mais importante para várias plantas na formação de tirosina e fenilalanina, onde inclusive esses dois aminoácidos regulam sua própria biossíntese. Dessa forma, a regulação no início da via pelos dois aminoácidos ocorre de forma indireta, via arogenato. A ação do triptofano nesse mecanismo é menos conhecida. Sabe-se que atua como inibidor da enzima sintase do antranilato, a primeira enzima da ramificação que leva à sua síntese. A primeira enzima da via, sintase do DHAP (além de outras da via), é induzida por diversos estresses, como lesão e infecções por patógenos, em razão da importância desse caminho metabólico na produção de metabólitos secundários (a partir de fenilalanina, principalmente), os quais se acumulam nos tecidos das plantas nessas condições.

Figura 4.10 Biossíntese do triptofano, da fenilalanina e da tirosina (aminoácidos aromáticos).

 

Família do glutamato | Prolina, arginina e glutamina A formação de glutamina a partir do glutamato faz parte do processo de assimilação de NH +, já detalhado. 4

A prolina pode ser sintetizada a partir de glutamato por duas vias

paralelas, uma direta e a outra via ornitina (Figura 4.11). A principal diferença entre as duas vias está na acetilação dos intermediários de uma delas. Pela via direta, após a formação de glutamato semialdeído, a molécula se transforma em uma estrutura cíclica (Δ’-pirolina-5’-carboxilato), precursora da prolina. A estrutura cíclica é formada pela reação intramolecular (não enzimática) dos grupos amino e aldeído do glutamato semialdeído. Na via dos derivados acetilados, a presença do grupo acetil ligado ao grupo 2-amino impede essa reação interna, e uma estrutura aberta, a ornitina, é formada. A ornitina pode ainda levar à formação da estrutura cíclica da prolina após a perda do grupo amino por transaminação. A ornitina também é precursora da arginina, formada após a introdução de mais dois grupos amino, um a partir de carbamil fosfato e o outro do aspartato.

A regulação da síntese dos aminoácidos dessa família foi pouco estudada. Sabe-se que a primeira enzima da via da síntese da prolina, a sintetase de pirrolina-5-carboxilato, uma enzima bifuncional com atividade de cinase de gama-glutamil e desidrogenase do glutamato semialdeído, é inibida pela prolina. A arginina inibe fortemente a primeira enzima da sua síntese, a cinase do N-acetil-glutamato.

A síntese de prolina tem uma importância especial em plantas, pois está estreitamente relacionada com o potencial hídrico dos tecidos. Plantas em condições de estresse hídrico ou salino apresentam elevados teores de prolina em comparação àquelas em condições normais. Esse fenômeno parece estar relacionado com um mecanismo de proteção contra a falta de água, pois a prolina ajuda a diminuir o potencial hídrico dos tecidos e, assim, reter a água. Não é por acaso que a solubilidade da prolina é muito superior (162 g/100 mℓ) à dos outros aminoácidos proteicos (na faixa de < 1 a 25 g/100 mℓ). Embora as duas vias de síntese de prolina sejam igualmente importantes em condições normais, as evidências favorecem a via direta do glutamato (sem acetilação) em condições de estresse hídrico.

Há outras formas de estresse associadas a mudanças no metabolismo de aminoácidos dessa família. No caso da hipoxia, é comum o acúmulo de ácido gama-aminobutírico (Gaba), resultado da descarboxilação de glutamato. Isso ocorre, por exemplo, em campos alagados, onde o sistema radicular ou até a planta inteira fica encharcada ou submersa, o que diminui a disponibilidade de oxigênio. Como o pH da célula diminui nessas condições, a transformação de glutamato (ácido) em Gaba (neutro) pode ter algum papel na regulação do pH.

 

Figura 4.11 Biossíntese de prolina e arginina. 1. Cinase de gama-glutamil. 2. Desidrogenase do glutamato semialdeído. 3. Redutase do P5C. 4. Cinase do N-acetil-glutamato. 5. Aminotransferase da ornitina.

 

Um fenômeno semelhante ocorre na deficiência de K+. Nesse caso, os aminoácidos ornitina e arginina são descarboxilados, levando à formação de grande quantidade de putrescina e agmatina. Essas duas diaminas, por sua natureza básica, ajudam a combater a acidificação do citosol provocada pela falta de K+, para equilibrar as cargas dos ácidos orgânicos. Embora a putrescina e a agmatina derivem da ornitina e da arginina, a putrescina pode também ser formada a partir da descarboxilação da citrulina ou, ainda, via agmatina:

 

Família do piruvato | Leucina, valina e alanina A formação de alanina a partir de piruvato ocorre diretamente pela transaminação, já abordada. Assim como o Gaba, a alanina é produzida em quantidades elevadas em condições de hipoxia.

A biossíntese de leucina e valina inicia-se com piruvato e segue alguns passos em comum antes da bifurcação que leva à formação dos dois

aminoácidos (Figura 4.12). Na Figura 4.12, também está representado o caminho biossintético da isoleucina, que, embora pertença à família do aspartato, é tratada aqui porque os passos metabólicos, a partir do 2-oxogutarato, não são apenas idênticos aos da valina, mas catalisados pelas mesmas enzimas. A regulação dessa via metabólica é complexa e não foi totalmente elucidada. A desidratase da treonina é inibida pela isoleucina. A leucina inibe a primeira enzima envolvida na sua biossíntese, a sintase do 2-isopropilmalato. Tanto a leucina quanto a valina inibem a primeira enzima

da sequência de reações em comum, sintase do acetolactato (Figura 4.12 A); porém, na presença dos dois aminoácidos, ocorre um efeito sinergístico, no qual a inibição é maior que a soma de cada um isoladamente.

 

Família do 3-fosfoglicerato | Serina, glicina e cisteína O agrupamento de serina, glicina e cisteína é fácil de justificar em razão da proximidade metabólica desses aminoácidos, porém a definição do precursor é difícil, pois conforme o tecido da planta, o esqueleto de carbono pode ser derivado de 3-fosfoglicerato (3 PGA) ou ribulose bisfosfato

(RuBP) (Figura 4.13).

 

Família da ribose-5-fosfato | Histidina

A histidina é um caso à parte pelo fato de seu metabolismo ser isolado dos demais aminoácidos e não pertencer a nenhuma “família”. A histidina é o aminoácido que menos chamou a atenção dos pesquisadores e, portanto, são poucos os trabalhos a respeito da biossíntese desse aminoácido em plantas. De qualquer forma, já é conhecido que a biossíntese da histidina se inicia a

partir de ribose-5-P, conforme indicado na Figura 4.7, e segue uma sequência longa envolvendo nove enzimas. O primeiro passo, catalisado pela ribose-fosfato difosfo-cinase, é o ponto de controle da via, pois é inibida pela histidina.

 

Assimilação do enxofre

O metabolismo do enxofre em plantas tem os aminoácidos cisteína e metionina como peças fundamentais, o que justifica a abordagem da sua assimilação neste capítulo. Além disso, a assimilação do enxofre segue um caminho muito parecido ao daquele do NO – 3.

A planta retira o enxofre do ambiente na forma de sulfato (SO 2–). Esse 4 íon é absorvido pela raiz por transporte ativo mediado por uma proteína transportadora, e o processo envolve o cotransporte de três prótons para cada molécula de SO 2– 4. Sua redução e assimilação ocorrem nos plastídios da raiz e nos cloroplastos da folha, após transporte via xilema até a parte aérea. Dentro da organela, o SO 2– é reduzido para sulfeto (S2–) em uma 4 sequência de reações envolvendo ATP, glutationa (GSH) e ferredoxina (Fd)

(Figura 4.14). A sequência se inicia com a “ativação” do SO 2– 4 por ATP, formando APS (adenosina 5’-fosfosulfato). Em seguida, o SO 2– de APS é 4 reduzido por elétrons retirados da glutationa e liberado como sulfito (SO 2– 3). O SO 2– livre é reduzido a S2– pela enzima redutase do sulfito com a 3

participação de ferredoxina como doador de elétrons.

Figura 4.12 Biossíntese de valina, leucina e isoleucina. As enzimas das reações A a D são as mesmas para os dois caminhos biossintéticos.

Figura 4.13 Biossíntese de glicina, serina e cisteína.

Figura 4.14 Assimilação do enxofre em plantas vasculares.

 

Finalmente, o S2– junta-se com uma molécula de serina (via o-acetilserina) para formar cisteína. Normalmente, não há acúmulo de cisteína, pois ela é rapidamente utilizada na biossíntese de metionina ou transformada em glutationa (um tripeptídio composto por glutamato + cisteína + glicina).

 

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