3 – Migração e Desenvolvimento de Schistosoma mansoni no Hospedeiro Definitivo Henrique Leonel Lenzi, Arnon Dias Jurberg, Paulo Marcos Zech Coelho e Jane Arnt Lenzi

O amadurecimento sexual e a posterior manutenção desse estado na fêmea de esquistossomos, portanto, têm início a partir da chegada do esquistossomo no sistema porta-hepático intestinal (Armstrong, 1965; Pinto & Almeida, 1948), sendo altamente dependente do íntimo contato da fêmea com o verme macho (Armstrong, 1965; Clough, 1981; Perez & Smithers, 1977; Popiel & Basch, 1984a) (ver revisões de Ribeiro- Paes & Rodrigues, 1997 e Moné & Boissier, 2004), que a mantém em seu canal ginecóforo, auxiliando-a na digestão do sangue e no transporte para os sítios de postura dos ovos. O pareamento entre vermes de diferentes sexos é, portanto, um pré-requisito para o amadurecimento da fêmea (Standen, 1953; Vogel, 1941). No entanto, como observado em infecções unissexuais, o amadurecimento sexual do macho – com a produção de espermatozóides – ocorre na ausência da fêmea (Brumpt, 1936).

A aparente monogamia dos esquistossomos favorece uma redução na possível competição sexual entre os machos, além de garantir a paternidade. Ao fazer isso, o macho possibilita que a fêmea invista mais na produção dos ovos (Morand & Muller-Graf, 2000) e, com isso, no sucesso reprodutivo da espécie. De fato, os esquistossomos não são tão monogâmicos quanto se pensava, pois em infecções mistas de S. mansoni e S. intercalatum (Tchuem Tchuenté et al., 1995), na África, onde essas duas espécies podem ser achadas simpatricamente (Tchuem Tchuenté et al., 1993), os machos de S. mansoni podem deslocar os machos de seus parceiros homólogos. Em infecções com uma única espécie (S. mansoni), a partir da análise de marcadores genéticos de resistência a drogas (Pica-Mattoccia et al., 2000), foi observado que machos sensíveis ao hicantone podem deslocar, de pares pré-formados, machos homoespecíficos resistentes à hicantona, e vice-versa. Embora os vermes não-pareados permaneçam quase que invariavelmente no fígado ou no sínus porta-hepático e os casais migrem do fígado para as veias mesentéricas (Basch, 1991), machos isolados, no transcurso da migração para as veias mesentéricas, podem deslocar machos pareados com suas fêmeas. Provavelmente, esse deslocamento ocorre também no encontro de vermes isolados com casais que retornam periodicamente para o fígado, possivelmente de forma passiva, pela liberação de suas ventosas (Pellegrino & Coelho, 1978).

Não obstante, o papel do macho parece não se resumir somente na atividade muscular, ao auxiliar a digestão da fêmea, como anteriormente postulado (Basch, 1990): além da sua participação na inseminação dos ovócitos, o macho possui uma estreita relação química com a fêmea, influenciando a expressão de genes específicos pelo pareamento (Chen, Rekosh & LoVerde, 1992; Grevelding, Sommer & Kunz, 1997; Koster et al., 1988) e induzindo o seu crescimento (Nirde et al., 1983), bem como a vitelogênese (Hagedorn, 1975; Nirde et al., 1983; Popiel & Basch, 1984a; Shaw, Marshall & Erasmus, 1977). De fato, ambos os sexos estão em constante interação química, sendo esta bidirecional e desigual (Haseeb & Eveland, 1991; Haseeb, Fried & Eveland, 1989; Popiel & Basch, 1984b; Silveira, Friche & Rumjanek, 1986). O estímulo específico responsável para o amadurecimento da fêmea, todavia, ainda não é completamente conhecido, podendo inclusive ser uma combinação desses diversos fatores e ainda outros, como hormônios, nutrientes, neuromediadores e mera estimulação táctil (Ribeiro-Paes & Rodrigues, 1997).

Os vermes adultos vivem em íntimo contato com o endotélio

vascular (Figuras 5 e 6), sem entretanto induzir o fenômeno de coagulação (Lenzi, Sobral & Lenzi, 1988) – sem dúvida, uma notável aquisição e estratégia (Capron, 1992), devido a sua considerável biomassa. De que forma então os vermes de S. mansoni evitam a coagulação sanguínea? No tegumento de machos adultos é encontrada calicreína – uma precursora de bradiquinina, um vasodilatador (Carvalho et al., 1998) –, bem como apirase, uma ATP-difosfohidrolase envolvida com agregação plaquetária e tromborregulação (Vasconcelos et al., 1993; Verjovski-Almeida et al., 2003), e bilharzina, um inibidor do fator XIIa (ou fator de Hageman) (Tsang & Damian, 1977; Tsang, Hubbard & Damian, 1977). O estudo do transcriptoma de S. mansoni ainda identificou transcritos para moléculas tipo equicetina, relacionadas com a hemostasia e a prevenção de trombose (Verjovski-Almeida et al., 2003). A equicetina (echicetin) é uma proteína derivada do veneno de cobra, que inibe a ligação do fator de von Willebrand e de alboagreguinas (alboaggregins) à glicoproteína Ib plaquetária (Peng et al., 1993). As alboagreguinas (AL-A, AL-B, AL-C) foram isoladas do veneno da cobra Trimeresurus albolabris e representa uma nova família de proteínas que se ligam à glicoproteína Ib plaquetária (Peng, Lu & Kirby, 1992).

Figura 5 – Veia mesentérica de camundongo Swiss Webster

contendo casal de vermes adultos (região distal). A fêmea está bem

escurecida pela presença de grande quantidade de pigmento

esquistossomótico (hemozoína) (folheto mesentérico corado com

Giemsa de Lennert)

Figura 6 – Verme adulto macho de S. mansoni, cortado

longitudinalmente, com suas ventosas em contato direto com o

endotélio de veia mesentérica, portando uma fêmea no canal

ginecóforo. Os lobos testiculares estão indicados pelos pontos

(PAS-Azul de Alciano pH 2.5)

 

Ocorrências hemorrágicas são possíveis devido à redução da atividade dos fatores de coagulação II, VII, IX e X, dependentes de vitamina K, embora mudanças hemostáticas pró-coagulantes contrabalancem e, de certa forma, expliquem a raridade de fenômenos hemorrágicos e/ou trombóticos na infecção esquistossomótica (Carvalho et al., 2005). Outros mecanismos podem ainda estar envolvidos com a inibição da coagulação, talvez pela alteração do endotélio vascular exercida direta ou indiretamente pelos vermes adultos (Lenzi, Sobral & Lenzi, 1988). No camundongo, células endoteliais na vizinhança ou em contato com vermes adultos podem encontrar-se intensamente basofílicas e vacuolizadas, assumindo, inclusive, organização sincicial (endotélio multinucleado) (Silva et al., 2003). Algumas hemácias parecem aderir ao tegumento dos vermes machos, sem se fusionarem com o verme, mas deformando-se ou sofrendo lise (Caulfield & Cianci, 1985) devido a alterações na permeabilidade da membrana plasmática a cátions (ver revisão de Hoffman & Simonsen, 1989). O verme rapidamente induz redução do volume dos eritrócitos e do conteúdo de íons de potássio, sugerindo uma possível relação entre tais acontecimentos (Thatte et al., 1993).

 

A resposta celular, in vivo e in vitro, ao parasito,

conforme seus diferentes estágios de

desenvolvimento e amadurecimento

Cercária

A rápida transformação de cercárias para esquistossômulos faz com que elas não sejam alvo de reações celulares. Todavia, exposições primárias a material cercariano ocasionaram reações dérmicas, atribuíveis a sua capacidade de ativar o complemento (Gazzinelli, Ramalho-Pinto & Dias da Silva, 1969; Machado et al., 1975) e de atrair, quimiotaticamente, eosinófilos (Colley et al., 1977a). Em animais infectados ou sensibilizados, extratos cercarianos provocaram hipersensibilidade de tipo retardado ou imediato (Katz & Colley, 1976a; Katz & Colley, 1976b; Pellegrino & Memoria, 1960; Moriearty & Lewert, 1974).

In vitro, preparações antigênicas de cercárias (CAP) foram estudadas, em ensaios de inibição da migração de macrófagos (MIF) e de estimulação blastogênica de linfócitos (Chen & Dean, 1977; Colley, Savage & Lewis, 1977b; Katz & Colley, 1976a; Ottesen et al., 1978). Em camundongos, a melhor sensibilização de linfócitos à CAP requereu múltiplas e semanais infecções ou exposições à preparação antigênica em adjuvante completo de Freund (Katz & Colley, 1976b). Células mononucleares de sangue humano periférico, obtidas de pacientes infectados com S. mansoni, responderam a extratos cercarianos de um modo dose-dependente (Colley, Savage & Lewis, 1977b; Ottesen et al., 1978), e o grau de resposta não teve nenhuma relação com a intensidade da infecção (Colley, Savage & Lewis, 1977b). Há poucos indícios da ocorrência de regulação da resposta humoral ou celular, in vivo, durante infecção ativa (Colley, 1981). Todavia, in vitro, a resposta blastogênica de linfócitos a CAP foi inibida por soro de pacientes infectados (Ottesen & Poindexter, 1980), pela presença de células aderentes (Todd, Goodgame & Colley, 1979) e por supressão, não-específica, pela própria preparação antigênica (Colley, Savage & Lewis, 1977b).

Esquistossômulo

Esquistossômulo de pele

Durante o tempo em que as larvas se alojam na pele, em animais primo-infectados costumam ocorrer apenas uma reação edematosa na derme e uma infiltração leucocitária discreta, predominantemente neutrocitária (Colley, Magalhães Filho & Coelho, 1972; Koppisch, 1937; Von Lichtenberg et al., 1976). Muitos neutrófilos, em cobaias e camundongos CBA/Ca, localizados na epiderme, exibiram descontinuidades na membrana plasmática ocasionadas, provavelmente, por produtos citotóxicos derivados do parasito (Incani & McLaren, 1984).

Em animais previamente infectados ou imunizados, ativa ou passivamente, a infecção cercariana, a depender do hospedeiro e do esquema de infecção e imunização, pode determinar, na pele, reações mais precoces, intensas e mais duradouras, compostas principalmente por eosinófilos (Colley, Magalhães Filho & Coelho, 1972; Von Lichtenberg & Ritchie, 1961; Von Lichtenberg et al., 1976), basófilos (Pearce & McLaren, 1986) e células mononucleares (McLaren & Smithers, 1988). In vitro, a co-cultura de células esplênicas obtidas de camundongos infectados por S. mansoni, por duas a 15 semanas com esquistossômulos, estimulou a produção de material solúvel, de origem linfocitária, com atividade biológica semelhante ao Eosinophil Stimulation Promoter/Eosinophil Chemotatic Factor of Lymphocytes (ESP/ECF) (James & Sher, 1980; Lewis, Carter & Colley, 1977).

A partir de 1974, uma verdadeira pletora de sistemas in vitro tem demonstrado a capacidade de várias células e do soro, isolados ou em combinações, lesar ou matar esquistossômulos de pele ou mecânicos. A helmintotoxidade, dependente de células e mediada por anticorpo ou complemento, foi observada em macrófagos (Capron, Dessaint & Capron, 1975; Perez & Smithers, 1977), eosinófilos (Butterworth et al., 1975; Ramalho-Pinto, McLaren & Smithers, 1978), eosinófilos e macrófagos (Kassis, Aikawa & Mahmaoud, 1970), neutrófilos (Dean, Wistar & Murrel, 1974) macrófagos ativados por linfocina (Bout et al., 1981), linfócitos T (Ellner et al., 1982) e plaquetas (Joseph et al., 1983).

Usando esquistossômulos como carreadores para o hapteno trinitrofenol (TNP), (Ramalho-Pinto, De Souza & Playfair, 1976; Ramalho-Pinto et al., 1976) demonstraram a capacidade de superfície do parasito de atuar como um ativador de células T-auxiliadoras, em ratos e camundongos. A atividade T-auxiliadora, específica para esquistossômulo, foi mais acentuada entre sete e dez dias após a infecção primária, declinando, depois, no transcurso da infecção (Ramalho-Pinto, Smithers & Playfair, 1979).

Esquistossômulo pulmonar

Do mesmo modo que na pele, esquistossômulos pulmonares provocam, em geral, pouca ou nenhuma reação tecidual em animais primo-infectados (Magalhães Filho, 1959). Na infecção de coelhos e ratos albinos, observou-se reação pulmonar à passagem dos esquistossômulos, expressa por pequenas hemorragias petequiais, congestão alveolar focal, proliferação histiocitária, infiltração de células redondas e eosinófilos e formação ocasional de células sincicias e células gigantes de tipo corpo estranho ao redor dos parasitos, sem ocasionar lesões pneumônicas (Koppisch, 1937). Segundo esse autor, alguns parasitos invasores, através deste mecanismo, desaparecem absorvidos pelo tecido pulmonar. Em animais reinfectados, Magalhães Filho (1959) observou retenção de esquistossômulos em vasos arteriais pulmonares, com alta mortalidade e infiltrado polimorfo e mononuclear ao redor de parasitos mortos e em distribuição perivascular. Andrade & Reis (1984) também só observaram reações pulmonares bem desenvolvidas em torno de esquistossômulos injetados mortos, as quais foram mais intensas e com maior quantidade de eosinófilos nos animais previamente infectados. A dinâmica do infiltrado ao redor de esquistossômulos pulmonares injetados não só foi mais intensa como bem mais rápida nos animais já infectados, atingindo nestes um pico máximo após 24 horas, enquanto com animais de controle o pico se deu apenas no 6 o dia (Olveda, Olds & Mahmaoud, 1981). Ainda não se sabe qual é o grau de importância que a inflamação pulmonar não específica tem na eliminação de esquistossômulos pulmonares em vários modelos experimentais (Smith et al., 1975).

Verme Adulto

Os vermes adultos, principalmente as fêmeas, ingerem uma grande quantidade de hemácias dos vasos venosos onde estão alojados. Mjoki, Smith & Prichard (1988) demonstraram que os vermes adultos têm uma capacidade maior do que os esquistossômulos para detoxificar agentes oxidantes, protegendoos contra sua ação lesiva. O sangue digerido é rapidamente hemolisado em seus intestinos: nas fêmeas, cerca de 330 mil hemácias por hora, enquanto os machos aproximadamente 30 mil hemácias por hora (Lawrence, 1973). A hemoglobina liberada é essencial para o desenvolvimento, o crescimento e a reprodução dos parasitos. A hemolisina, presente no esôfago, lisa as células vermelhas (Bogitsh, 1989; Kasschau, Robinson & Dresden, 1986), liberando a hemoglobina para o tubo digestivo, onde é catabolizada em dipeptídeos ou aminoácidos livres. Tais peptídeos difundem-se para e/ou são incorporados pelas células gastrodermais do intestino (Bogitsh, 1989; Zussman, Bauman & Petruska, 1970). Da hemoglobina, a porção globina é utilizada, enquanto o produto final da oxidação do grupo prostético heme – amplamente conhecido como pigmento esquistossomótico, anteriormente referido como hematina (Cousin & Dorsey, 1991) e mais recentemente caracterizado como hemozoína (Oliveira et al., 2000) – é regurgitado. A regurgitação da hemozoína pelo parasito se dá em decorrência de movimentos peristálticos, acumulandose no fígado do hospedeiro (Homewood, Jewsbury & Chance, 1972; Stenger, Warren & Johnson, 1967). O bloqueio da proteólise da hemoglobina do hospedeiro com um amplo espectro de inibidores de proteases causa profundos efeitos antiesquistossomóticos, com diminuição da patologia (Bogitsh, Kirschner & Rotmans, 1992; Oliveira et al., 2004; Wasilewski et al. 1996).

Antígenos de vermes adultos têm sido identificados, isoladamente ou em imunocomplexos, provenientes de processo de excreção-secreção [Excretory-Secretory (ES) antigens] ou liberados após a morte do parasito. Embora vários antígenos ES tenham sido observados in vitro (Murrel, Vannier & Ahmed, 1974; Rotmans et al., 1881; Tendler & Scapin, 1979), poucos foram identificados na circulação do hospedeiro. O antígeno M circulante (Mag) foi encontrado em urina, soro, leite de pacientes e em urina, soro e rins de animais experimentalmente infectados (Carlier et al., 1976; Carlier, Bout & Capron, 1978; Carlier, Bout & Capron, 1980a; Carlier et al., 1980b; Santoro et al., 1977). O antígeno circulante mais bem caracterizado tem sido estudado por Nash e colaboradores (Nash, 1978; Nash, Nasir & Jeanloz, 1977; Nash, Prescott & Neva, 1974). Esse antígeno tem carga negativa, e trata-se de um proteoglicano composto principalmente por N-acetilgalactosamina, ácido L-glicurônico e pequena quantidade de aminoácidos. Como foi identificado nas células epiteliais que revestem o aparelho digestivo do esquistossomo, foi rotulado de Gasp (gut-associated proteoglycan) (Bloch, 1980). A quantidade de antígeno circulante depende da quantidade de material sintetizado e liberado pelo parasito e do grau de sua remoção pelo hospedeiro, nem sempre, portanto, correlacionando-se diretamente com a carga parasitária (Nash, 1982, 1983). Uma grande correlação tem sido encontrada entre os níveis de antígenos circulantes solúveis de S. mansoni (CSA) detectados no soro de mães infectadas e no cordão umbilical de seus filhos recém-nascidos, indicando que os CSA são provavelmente transferidos através da placenta (Carlier et al., 1980c). Abdul-Aal & Attalah (1987) localizaram, imunoistoquimicamente, grande quantidade de antígeno de verme adulto seqüestrado em linfonodos mesentéricos e no baço. A abundância de paramiosina na camada mais externa do parasito pode, segundo Matsumoto et al. (1988), explicar a imunidade protetora à infecção esquistossomótica, induzida em camundongos imunizados com essa proteína (Lanar et al., 1986).

Vários mecanismos imunorreguladores desencadeados, direta ou indiretamente, pelos vermes adultos têm sido descritos na literatura. A exposição de células mononucleares de sangue periférico (PBMC) de pacientes com esquistossomose à preparação antigênica de verme adulto (SWAP) tem resultado na produção de um fator mitogênico (MF) que estimula a expressão de receptores de IL-2 em células mononucleares em repouso (Colley et al., 1987; Gazzinelli et al., 1983), ou tem gerado supressão não-específica sobre células autólogas que respondiam à estimulação pela fitoemaglutinina (Colley et al., 1978; Damian, Greene & Hubbard, 1973). Estes últimos demonstraram a expressão de 2-macroglobulina de camundongo pelos esquistossomos, a qual pode apresentar ação imunossupressiva não-específica (Hubbard, 1978). Dessaint, Camus & Capron (1977), Camus et al. (1981) e De Witt (1965) descreveram um fator inibitório derivado do esquistossomo (Schistosome-derived Inhibitory Factor, SDIF), de baixo peso molecular, que inibe a proliferação, in vitro, induzida por mitógenos e antígenos, e diminui a hipersensibilidade do tipo retardado. Este fator bloqueia seletivamente a proliferação de células T na transição G do ciclo 1 celular (Mazingue et al., 1987) e age também sobre mastócitos (Mazingue et al., 1980).

Ellner et al. (1981) observaram, em pacientes, uma dicotomia na reatividade ao SWAP, expressa por acentuada diminuição da resposta blástica em células mononucleares do sangue periférico de indivíduos com infecção maciça, quando comparada com a resposta obtida em indivíduos com excreção ovular leve ou moderada. Contudo, o grupo de pacientes hepatoesplênicos respondeu de um modo paradoxal, isto é: em alguns pacientes a resposta foi vigorosa e, em outros, simplesmente não houve resposta ao SWAP.

Ovos Os ovos são os elementos de S. mansoni responsáveis pela maior parte da patologia em hospedeiros vertebrados. O número de ovos postos diariamente por cada fêmea de S. mansoni foi calculado por Brumpt (1930) em 157 a 191; por Faust et al. (1934), em pelo menos uma centena; por Moore & Sandground (1956) e Pellegrino & Coelho (1978), em 300 (média); por Watson (1960), em cinco ovos apenas; por Valadares et al. (1981), em 163; e, por Cheever et al. (1994a, 1994b), em 315 (Balb), 340 (C57Bl/6) e 436 (B6); por Lenzi JA (1998), em 160 (Calomys callosus) e 130 (Swiss Webster). Essa grande variação no cálculo do número de ovos produzidos diariamente por uma fêmea de S. mansoni decorre, provavelmente, do emprego de metodologias, animais e isolados de S. mansoni diferentes. Contudo, a maioria dos trabalhos aponta para números entre 150 e 300 ovos/fêmea/dia.

Quando um oócito deixa o ovário e é fecundado na porção posterior do oviducto (Erasmus, 1973; Yang, Dong & Jiang, 2003), a primeira divisão meiótica é completada e os cromossomos rapidamente reaparecem. Somente após a segunda divisão meiótica, com a extrusão do corpúsculo polar, os prónúcleos masculino e feminino se fundem, formando o zigoto. Este, por sua vez, passa através do receptáculo seminal, migra pelo oviducto e, posteriormente, pelo vitelo-oviducto, onde se associa com algumas células vitelinas, chegando então ao oótipo. É nesse órgão que se forma a casca do ovo, enclausurando a massa celular vitelina e o zigoto. Por fim, o ovo é liberado no útero (Neves et al., 2005; Roberts & Janovy, 1999; Spence & Silk, 1971), onde ocorrerá uma pequena parte da embriogênese, sendo posteriormente oviposto na corrente sanguínea, ainda imaturo. Os ovos recém-ovipostos possuem cerca de 112 x 44 μm9, com o pólo anterior mais delgado e o pólo posterior mais robusto, com um espinho lateral bastante característico. O desenvolvimento embrionário completo tem duração de seis (Pellegrino et al., 1962; Prata, 1957) a sete dias (Michaels & Prata, 1968). Destes, apenas cerca de cinco minutos são intrauterinos, enquanto todo o período restante é extra-uterino, nos tecidos do hospedeiro vertebrado, principalmente fígado e intestino. Ao final da embriogênese, os ovos chegam a atingir 150 x 70 M.-m9 e necessitam sair do território vascular e atravessar a parede do intestino para serem liberados junto com as fezes, dando continuidade ao complexo ciclo biológico deste parasito. Em C. callosus, por exemplo, o início da eliminação de ovos nas fezes foi verificado no 35o dia, ao passo que, em camundongo, apenas no 40 o dia (Lenzi JA, 1998; Prata, 1957). Nessa fase, os ovos maduros podem permanecer vivos nos tecidos do hospedeiro por um período máximo de 12 dias (Cançado et al., 1965; Prata, 1957). No entanto, 50% dos ovos liberados pelas fêmeas são carregados pela circulação portal e ficam retidos nos tecidos do hospedeiro (Warren, 1978), induzindo a formação de granulomas hepáticos e intestinais, hepatoesplenomegalia e fibrose periportal. O ovo, por sua vez, libera uma grande variedade de imunógenos, que são conhecidos coletivamente como ‘antígeno solúvel do ovo’ (SEA, do inglês soluble egg antigen) e mediam as respostas imunológicas envolvidas com a migração tecidual, agregação plaquetária (Doenhoff et al., 2003; Ngaiza & Doenhoff, 1990), adesão ao endotélio vascular (File, 1995; Lejoly-Boisseau et al., 1999), passagem para a luz intestinal (Lenzi, Lenzi & Sobral, 1987), formação de granulomas (Lenzi et al., 1998) e processos relacionados à angiogênese (Loeffler et al., 2002).

Conclusão

Os eventos da penetração cercariana, seguidos por transformação em esquistossômulo, invasão vascular (intravasão), migração intravascular pela circulação pulmonar e sistêmica (fase pré-hepática), alojamento no fígado e crescimento para vermes adultos machos e fêmeas (fase hepática/pós-hepática) seguem listados.

Fatores que Interferem na Penetração Cercariana

– o temperatura: a penetração pode ocorrer entre 7C e

45o o C, com uma média de penetração boa entre 16C e 35oC, e ótima entre 27°C e 28°C (ideal: água desclorada a 27°C);

– idade das cercárias: ótima entre uma e três horas;

– tempo de exposição: 60 minutos (na maioria das

vezes, porém, 30 minutos são suficientes).

Duração da Penetração Cercariana na Pele de Vários Hospedeiros

– homens e cães jovens: 15 minutos (podendo variar na

pele humana entre 3,1 e 17 minutos); cinco minutos (em cultura de células da pele humana);

– camundongos, ratos, macacos, hamsters: 0,7 a 19

minutos (varia com a localização anatômica da pele).

Invasão de Veias ou Vênulas (em Camundongos)

– assim que os esquistossômulos atingem a derme, são

necessárias mais dez horas para localizarem uma vênula dérmica e mais de 8,5 horas para penetrarem a parede vascular e saírem da pele:

pele abdominal: mais de dois dias;

pele de orelha: cerca de três dias;

pele da cauda: cerca de cinco dias.

Permanência dos Parasitos na Pele (em Camundongos)

– pele abdominal e pele de orelha: até quatro ou cinco

dias;

– pele da cauda: até 11 dias.

Início de Saída da Pele

– camundongo: 88 horas (tempo médio, observado que

nenhum parasito abandona a pele antes de 46 horas);

– hamster: 65 horas (tempo médio);

– rato: 70 horas (tempo médio).

Transformação para Esquistossômulo de Pele

– de uma a três horas: perda da maioria do glicocálix,

conversão de membrana trilaminada para heptalaminada e mudança de metabolismo aeróbico para anaeróbico.

Migração pelos Pulmões

– o o aumento nos capilares pulmonares: entre o 2 e o 7

dias;

– o o pico de permanência: 5 dia (hamster e rato); 6 dia

(camundongo);

– data-limite de encontro de esquistossômulos nos

pulmões: 18o o o dia (rato); 20 dia (hamster); 12 dia (babuíno); 22o dia (camundongo, observado que, eventualmente, esquistossômulos pulmonares podem ser recuperados, em camundongos, no 67o o e no 46

dias após infecção com 65 e 440 cercárias, respectivamente).

Ingresso no Sistema Porta-hepático

– chegada aos vasos venosos intra-hepáticos: podem

ser encontrados vermes jovens ao lado de espécimes adultos, durante vários dias, entre o 4o o e o 23 dias. O acúmulo de parasitos no fígado segue um padrão sigmóide no camundongo, atingindo um platô ao redor do 20o dia de infecção, momento em que 37% dos parasitos que atingem a maturidade ali aportam.

Eventos Parasitológicos Iniciais da Fase Hepática/Pós-hepática

– o o acasalamento de vermes juvenis: 22 -23 dias

(Calomys callosus);

– o acasalamento de vermes adultos: 26 dia (C. callosus);

25o dia (Swiss Webster);

– o o ovos imaturos: fígado (31 dia em C. callosus e 30 dia

em o S. Webster); intestino (31 dia em ambos os referidos animais); pâncreas (32o dia em C. callosus e 33o dia em S. Webster);

– o ovos maduros com miracídio vivo: fígado (34 dia em

C. callosus o o e 35 dia em S. Webster ); intestino (35 dia em o C. callosus e 36 dia em S. Webster); pâncreas (37o o dia em C. callosus e 36 dia em S. Webster);

– o aparecimento de ovos nas fezes: 35 dia (C. callosus)

e 40o dia (S. Webster);

– migração contracorrente de vermes adultos para vasos

mesentéricos: a partir da terceira semana. Vermes acasalados em vasos mesentéricos de camundongos foram observados a partir do 29o dia;

– número de ovos liberados diariamente por cada fêmea:

de cinco a 436. A maioria dos trabalhos aponta para números entre 150 e 300 ovos;

– proporção entre machos e fêmeas: depende do

modelo animal e do tempo de infecção. Pode variar de 1:1 a 2,3:1;

– percentual de recuperação de vermes adultos:

depende do modelo animal, do tempo de infecção, da carga do inóculo e do método de recuperação. Pode variar de 4,3% a 73,8% (média de 22,6%).

 

Perspectivas

É demonstrada, esquematicamente, nas Figuras 7 e 8, a via de migração de S. mansoni a partir da pele para atingir os vasos intra-hepáticos e posterior migração contracorrente para os vasos mesentéricos.

A longa jornada dos esquistossomos, perpassando o ambiente aquático em dois momentos (como miracídio e como cercária), bem como dois hospedeiros (invertebrado e vertebrado) bastante distintos, além de sobrepujar inúmeras barreiras físicas, químicas, fisiológicas e imunológicas, qualifica-os como organismos completamente adaptados ao parasitismo ou, de acordo com Lenzi et al. (1997) e Lenzi & Vannier-Santos (2005), à coabitação. Como outros helmintos, os esquistossomos induzem a infecções crônicas nas quais tanto o parasito (ou coabitante) quanto o hospedeiro sobrevivem por décadas, maximizando a oportunidade para a transmissão e reprodução do parasito. Ademais, fatores do hospedeiro podem estimular caminhos de desenvolvimento alternativos, que facilitam a sobrevivência do parasito em condições adversas (Bergquist, 1995; Dune, Hagan & Abath, 1995) ou podem atuar como promotores necessários para seu desenvolvimento e manutenção (Davies et al., 2001), reforçando a visão ecológica do fenômeno de coabitação (parasitismo) (Lenzi et al., 1997; Lenzi & Vannier-Santos, 2005).

Figura 7 – Representação esquemática das vias de migração de Schistosoma mansoni, a partir da pele, até os vasos intra-hepáticos.

Os esquistossômulos dérmicos invadem vasos venosos e/ou

linfáticos, passando a migrar em direção ao coração pela circulação

venosa de retorno (a) e/ou linfática, transitando por linfonodos (b).

Do ventrículo direito, são bombeados para a pequena circulação ou

circulação pulmonar (c), retornando ao coração pelas veias

pulmonares. Do ventrículo esquerdo, saem pela aorta (d), circulando

sistemicamente por vários órgãos para, finalmente, ao transitarem

pelas artérias mesentéricas (e), passarem da circulação arterial para a venosa nos capilares mesentéricos (f), atingindo o fígado pela veia

porta (g). Podem também chegar ao fígado, utilizando a artéria

hepática (h). Do fígado, os vermes adultos migram contra a corrente

vascular pela veia porta (g), alojando-se em vasos mesentéricos,

próximo ao intestino

Figura 8 – Via de migração de Schistosoma mansoni, conforme

esquematizada na Figura 7, contextualizada nas estruturas

anatômicas humanas

 

Como em diversas infecções parasitárias, a pesquisa em esquistossomose ainda não propiciou o desenvolvimento de uma vacina efetiva, embora a quimioterapia com praziquantel seja geralmente eficaz. Tal droga rompe a homeostasia de Ca2+ nos vermes adultos, possivelmente por causa da ausência particular de sítios de fosforilação nos domínios de interação beta (BID, do inglês Beta Interaction Domain 2+ ) das subunidades β dos canais de Ca dependentes de voltagem dos esquistossomos (Kohn et al., 2003), causando contração muscular, paralisia espástica e dano tegumentar, bem como alterando a imunogenicidade, pois interfere na habilidade dos vermes adultos em escapar, no sistema imunológico (Kohn et al., 2003; Ribeiros-dos-Santos, Verjovski-Almeida & Leite, 2006). Embora, na maioria dos casos, a eficiência e segurança do praziquantel tenham sido confirmadas, o aparecimento de isolados resistentes de esquistossomos, ou a perda de efetividade da droga em tais situações, bem como sua possível ação mutagênica, podem ser preocupantes para tratamentos futuros (Ali, 2006; Silva et al., 2003).

Possíveis novos alvos de drogas já conhecidas devem, portanto, ser estudados, assim como novas drogas, menos tóxicas e mais eficazes, devem ser desenvolvidas. Vários fenômenos biológicos básicos ainda não foram completamente desvendados, tais como:

a entrada dos esquistossômulos na vascularização (intravasão);

a migração pelos pulmões e a localização preferencial em vasos portais e suas ramificações;

o rápido crescimento dos esquistossômulos em ramos intra-hepáticos da veia porta;

o desenvolvimento dos ovos e de atributos específicos de cada sexo, como o canal ginecóforo nos machos.

A compreensão desses eventos pode conduzir a descobertas importantes, tanto para o desenvolvimento de novas estratégias quimioterapêuticas, quanto imunoprofiláticas. Ademais, o advento de recentes abordagens moleculares, como a genômica funcional e a proteômica, bem como o aperfeiçoamento ou a utilização de novas ferramentas bioquímicas e moleculares como o silenciamento de RNAs (RNA de interferência; RNAi), aliados à renovação da concepção corrente do fenômeno parasitismo para uma visão ecológica, em nível molecular e celular, podem proporcionar valiosas reflexões sobre a biologia desse parasito e o desenvolvimento de imunoprofilaxia(s) eficiente(s). Cada fase do ciclo (miracídio, esporocistos, cercárias, esquistossômulos, vermes imaturos, vermes adultos) convive com uma situação bioecológica peculiar, oferecendo excelente material para estudo de fatores epigenéticos variados sobre um mesmo genoma.

Após toda essa longa jornada pela qual os parasitos passam no interior do organismo do hospedeiro vertebrado, se a infecção for bem-sucedida os parasitos podem residir no hospedeiro por até 30 anos (McKerrow & Salter, 2002). Os mecanismos de penetração e de maturação dos parasitos e a definição clara dos sítios e mecanismos de atrito no hospedeiro ainda não estão completamente desvendados. O ponto crucial, ainda para ser elucidado, é a influência do ambiente hepático na maturação dos esquistossômulos. É importante destacar que, modernamente, o fígado é visto como um órgão imunotolerante, com um rico componente neuroendócrino (Bowen et al., 2004; Macky, 2002; Roskams et al., 2004).

Atualmente, novas ferramentas moleculares, como o uso de RNA de interferência (RNAi), podem ser aplicadas no estudo dos grandes eventos biológicos apresentados neste capítulo: entrada dos esquistossômulos na vascularização (intravasão), migração através dos pulmões, início do crescimento rápido ao nível do fígado, localização preferencial dos vasos portais e desenvolvimentos de atributos específicos de cada sexo, como o canal ginecóforo nos machos (Correnti, Brindley & Pearce, 2005).

 

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