18 Eletroquimioterapia

Introdução

A eletroquimioterapia (EQT) é o processo de quimioterapia potencializada pela eletroporação da membrana citoplasmática por meio de pulsos elétricos. A técnica permite maior penetração localizada de fármacos quimioterápicos no citoplasma de células, inclusive nas tumorais. Tem sido empregada como forma de tratamento, único ou coadjuvante, para tumores superficiais em diversas espécies. Apresenta vantagens como ausência ou baixa ocorrência de efeitos adversos sistêmicos, pequeno número de

aplicações, baixo custo e alta efetividade.1,2

Vários estudos indicam a elevada atividade antitumoral da eletroquimioterapia em fibrossarcomas, melanomas e carcinomas em camundongos, ratos e coelhos, com bons resultados clínicos em humanos,

felinos, cães e equinos.3,4

 

Histórico

A aplicação de campos elétricos sobre as células não é prática recente, já que seus efeitos térmicos são conhecidos há muito tempo; porém, principalmente na década de 1960, outros fenômenos ocasionavam a morte celular por condições não esclarecidas, mas sabidamente não por

aquecimento, passaram a ser notados.5

Posteriormente, estudos provaram que ocorria hemólise em hemácias suspensas em solução isotônica quando submetidas a campos elétricos da ordem de kV/cm com duração de µs; essa lise ocorria em consequência da permeabilização da membrana citoplasmática a íons e moléculas antes impermeáveis à célula, processo denominado eletroporação. A entrada dessas substâncias ocorria através de poros formados na membrana de eritrócitos, que podiam ser definitivos ou não, conforme o padrão elétrico aplicado; dessa forma, poderia haver novo selamento da membrana após a

poração, sem ocasionar a lise celular.6

Em 1987, houve o primeiro relato, por Okino, da associação de pulsos elétricos com quimioterápicos no tratamento de neoplasias, sendo que a

técnica utilizou 5 kV/cm e pulsos de 2 ms.7 Os padrões mais atuais de utilização da eletroporação para eletroquimioterapia foram primeiro relatados por Mir, em 1991, com 1.500 V/cm, 100 µs de duração em 8

pulsos em 1 Hz.8

 

Princípios

Por se tratar de terapia ainda em difusão no Brasil, diversas vezes ocorrem interpretações errôneas de publicações que relatam o uso de eletricidade com quimioterápicos na Oncologia, confundindo-se eletroterapia com a eletroquimioterapia. Ambas empregam a eletricidade, mas são muito

distintas em seus princípios, suas técnicas e seus efeitos.9 A Tabela 18.1 resume essas diferenças.

A membrana citoplasmática é constituída por matriz fluida de fosfolipídios dispostos de maneira ordenada. As cabeças polares dos fosfolipídios estão justapostas lateralmente e voltadas para o meio aquoso, seja ele extra ou intracelular, e as caudas lipídicas e apolares, voltadas contra as outras caudas de mesma natureza. Essa estrutura da membrana celular atua como barreira fortemente impermeável à penetração de moléculas exógenas no citoplasma, principalmente as não lipídicas. Apenas um limitado número de compostos pode entrar na célula por difusão

simples ou por meio de transporte específico, à custa de gasto de energia.10

A bicamada de fosfolipídios da membrana confere, entre outras, duas características relevantes à EQT. A baixa permeabilidade a íons por difusão permite que se criem gradientes de concentração entre os meios extracelulares e o citosol, armazenando potenciais elétricos. No mesmo sentido, proporciona baixa condutibilidade elétrica e mimetiza um sistema capacitor que tem a faculdade de armazenar diferenças de potenciais elétricos. Quando submetida a significativas diferenças de potenciais elétricos, ocorre movimento de íons ao longo dos campos elétricos, quando da polarização, provocando intensa perturbação do equilíbrio eletrogênico

das células.11

 

Tabela 18.1 Padrões das técnicas de eletroquimioterapia e eletroterapia.

 

Padrões Eletroquimioterapia Eletroterapia

 

Intensidade elétrica Alta voltagem (kV) Baixa voltagem (V)

 

Tempo de aplicação Ultracurto (µs) Longo (min)

 

Princípio da técnica Eletroporação Eletrólise e diatermia

 

Efeito sobre o tecido Apoptose e necrose Necrose

 

Uso de quimioterápico Sempre associado Não necessita de associação

Com a ação de campos elétricos na forma de pulsos, ocorre a migração de íons e moléculas polares entre o catodo e o anodo. Se essa movimentação de partículas ocorrer contra a membrana citoplasmática, em circunstâncias elétricas específicas, haverá a penetração de moléculas de água entre as caudas lipídicas dos fosfolipídios, criando um pré-poro, ainda hidrofóbico. Com a persistência dos pulsos elétricos parametrizados, ocorre rearranjo das cabeças polares e, portanto, hidrofílicas, contra o interior da espessura da própria membrana citoplasmática, gerando um poro hidrofílico no fenômeno denominado eletroporação, ou simplesmente poração.

A eletroporação ocorre quando o potencial elétrico transmembrana

alcança valores críticos e pode ser dividida em quatro fases (Figura 18.1):12

 

• Indução (escala de tempo de microssegundo ou menos): o campo elétrico induz a alteração no potencial de membrana e tende a provocar defeitos quando atinge cerca de 200 mV

• Expansão (micro a milissegundo): o defeito se expande por tempo proporcional à presença do campo elétrico

• Estabilização (milissegundo): com a redução do campo elétrico, ocorre estabilização do processo, e a membrana se torna permeável a pequenas moléculas

• Selamento (minuto): a membrana volta a ser selada em um processo lento (resealing).

 

O diâmetro dos poros formados pode ter de 0,8 nm até 55 nm, considerando-se que a espessura média da membrana citoplasmática é de 5 nm. Essa grande variação encontrada ocorre pela diferença de métodos utilizados em modelos para se estimar, por cálculos matemáticos, as

dimensões dos poros.13,14

A entrada de pequenas moléculas hidrofóbicas ocorre basicamente por

processo de difusão após a poração.12 A facilitação da penetração de pequenas moléculas por meio eletroforético também pode ocorrer durante a permanência dos pulsos elétricos, porém persiste durante o selamento da membrana, que pode ocorrer por muito mais tempo que a duração do pulso,

e por isso assume mais importância.15

O carregamento passivo durante o selamento lento permite um aumento rápido e significativo de fármacos que não apresentam transporte transmembrana eficiente. Isso assume importância na entrega de fármacos polares, como bleomicina e cisplatina, que induzem alta citotoxicidade em células tumorais quando são introduzidas em seus citoplasmas. Esse efeito

será obtido mesmo se a concentração extracelular for baixa.12

A manutenção da viabilidade da célula, após a eletroporação, pode ou não ocorrer na dependência da transitoriedade dos poros formados na

membrana citoplasmática.16 Casos os poros sejam definitivos ou permaneçam por tempo muito prolongado, ocorrerão alterações tão significativas no citosol que serão incompatíveis com a manutenção celular. Como na EQT a finalidade da eletroporação é a facilitação da entrega de quimioterápicos à célula, a morte celular deve ocorrer por efeito desses fármacos, e não pela eletricidade.

 

Técnica

A permeabilização fugaz da membrana citoplasmática por aplicação de pulsos elétricos de alta intensidade, mantendo a viabilidade celular, depende de diversos parâmetros físicos associados à técnica, como: intensidade do

pulso, número e duração de cada um deles.10

Entre os parâmetros de um campo elétrico, há a intensidade. Ela reflete a diferença de potencial elétrico entre dois polos e é expressa em volts. Se difere da corrente elétrica, que é a movimentação de elétrons, por diferença de potencial, dentro da matéria. Quanto maior for a voltagem, maior será a diferença de potencial entre os dois pontos. Quando se descreve a unidade V/cm, representa-se a diferença de potencial elétrico em dois polos de distância conhecida, por exemplo: 1.200 V/cm significa que, se a distância entre os dois polos for de 1 cm, a voltagem aplicada será de 1.200 V, e, na mesma proporção, se a distância for de 0,5 cm, a voltagem será de 600 V.

A duração de um pulso elétrico significa quanto tempo os polos ficarão em determinada voltagem, ou seja, por qual período haverá aplicação de diferença de potencial elétrico. É uma unidade de tempo, e por isso expressa em segundos e suas frações: ms (milissegundo, que é a milésima parte de um segundo, 10–3 s) e µs (microssegundo, que é a milionésima parte de um segundo, 10–6 s).

Quando se colocam esses dados em um gráfico cartesiano XY, com a ordenada (Y) representando a voltagem e o eixo da abscissa (X) representando o tempo de duração dessa diferença de potencial, cria-se uma onda “quadrada”, pois a voltagem sai de 0 V e sobe abruptamente até 1.000

V, permanecendo assim por 100 µs e caindo novamente a 0 (Figura 18.2).

 

Figura 18.1 A a D. Fases da eletroporação da membrana citoplasmática.

Figura 18.2 Gráfico dos pulsos elétricos por meio de ondas quadradas.

 

Cada vez que uma onda quadrada é gerada, significa que um pulso elétrico, de intensidade (V) e duração (µs) conhecidas, foi entregue. O número de vezes que esses pulsos são fornecidos por uma unidade de tempo é representado pela frequência, que é expressa em Hertz (Hz). Assim, se forem aplicados 8 pulsos na frequência de 1 Hz, significa que a cada segundo um pulso será entregue em um total de 8 s.

A intensidade dos pulsos elétricos aplicados na técnica de eletroquimioterapia apresenta variação entre os diversos autores consultados. Ao menos 1.000 V/cm são necessários para que ocorra a eletroporação, e acima de 1.500 V/cm, os poros se tornam irreversíveis; dessa forma, a janela para a EQT efetiva e segura ocorre entre 800 e 1.500

V/cm.17 Diversos estudos pré-clínicos e clínicos em países como França, Itália, Eslovênia, Irlanda, Dinamarca foram realizados com a utilização da

EQT.18,19 Com base nesses trabalhos, definiram-se critérios técnicos para procedimentos eletroquimioterápicos em humanos, projeto denominado ESOPE (European Standard Operating Procedures of Electrochemothearpy), que fixa a diferença de potencial entre 1.000 e 1.300

V/cm.20

A comparação da combinação de diversos tempos de duração de pulsos, variando de 20 µs até 1.000 µs, com diferentes núme-ros de pulsos empregados, compreendendo a faixa de 1 a 64 pulsos elétricos na frequência de 1 Hz, com amplitude de 40 a 600 V, demonstrou que a técnica de 8 pulsos de 100 µs em 1 Hz esteve presente entre os grupos mais eficientes in vitro, sendo que a de menor eficácia foi de 16 pulsos de 20 µs

em frequência de 1 Hz.21

 

Equipamento O conjunto básico para a EQT consiste em um gerador de pulsos e diversos

modelos de eletrodos para a aplicação sobre o tecido neoplásico (Figura

18.3).

O gerador de pulsos deve produzir potenciais elétricos pulsáteis com intensidades preestabelecidas que levam em consideração a distância entre os polos do eletrodo. O número de pulsos pode ser calibrado pelo operador assim como sua frequência de aplicação, porém a duração de cada pulso, por ser da ordem de milionésimos de segundo, habitualmente vem pré-configurada.

Existem duas formas principais dos eletrodos: o de placa e o de agulhas. O de placa não penetra propriamente nos tecidos, ele tem formato similar a uma tomada de pinos chatos, retangulares e paralelos entre si, que são aplicados sobre a superfície tumoral. São indicados em tratamentos de tumores pequenos e superficiais e devem ser aplicados com gel hidrofílico condutor para melhor transmissão elétrica. Os eletrodos de agulhas podem ter duas disposições mais comuns – uma com fileiras paralelas com diferentes números de agulhas, ou outra com apresentação circular das agulhas com um polo central –, e ambos são indicados em tratamentos de tumores mais profundos e de maiores dimensões. Os eletrodos com agulhas

dispostas em duas fileiras paralelas (Figura 18.4) têm a vantagem de oferecer campos elétricos mais homogêneos e mais facilidade para cobrir áreas de aplicação sem que ocorram locais em que haja entrega excessiva, por sobreposição de pontos de aplicação, assim como áreas não eletroporadas, dada a dificuldade de distribuir de forma homogênea áreas

circulares.22

Figura 18.3 Gerador de pulsos para eletroquimioterapia BK 100 (Pat. Req.) com ponteira de aplicação de agulhas e pedal de acionamento.

 

Quimioterápicos

O princípio da EQT se baseia na potencialização da ação de quimioterápicos por meio da eletroporação, portanto apenas as moléculas que não têm ou que apresentam baixa permeabilidade pela membrana plasmática pela hidrossolubilidade ou ausência de sistema de transporte transmembrana são candidatas à EQT. Vários agentes quimioterápicos foram testados in vitro para potencial aplicação em combinação com a eletroporação, como danorrubicina, doxorrubicina, etoposide, paclitaxel, actinomicina D, mitomicina C, 5-fluoruracila, vimblastina, vincristina, ciclofosfamida, carboplatina, cisplatina e bleomicina. Entretanto, apenas dois desses fármacos foram identificados com potenciais para a EQT. O primeiro é a bleomicina, que é hidrofílica e apresenta grande restrição ao transporte pela membrana celular, mas sua citotoxicidade pode ser amplificada centenas de vezes pela eletroporação. Testes in vitro mostram que menos de 0,1% da bleomicina adicionada a um meio torna-se associada

às células sem eletroporação.23 O segundo é a cisplatina, cujo transporte pela membrana também é multiplicado. Apenas 50% da cisplatina é transportada por meio da membrana plasmática por difusão passiva, e o restante necessita de moléculas carreadoras. O acúmulo de cisplatina intracelular por meio da eletroporação permite que a citotoxicidade seja

elevada em 80 vezes.24

 

Figura 18.4 Ponteira de seis agulhas paralelas para eletroquimioterapia.

 

Tanto a cisplatina quanto a bleomicina podem ser utilizadas para a EQT. A literatura mostra boa efetividade para ambos os fármacos, porém grande parte dos trabalhos publicados se refere à EQT realizada em pacientes humanos. Na Medicina Veterinária, existem algumas particularidades que devem ser levadas em consideração para a escolha do melhor quimioterápico a ser empregado. Um ponto que deve ser considerado é que

para os felinos a cisplatina é contraindicada por via venosa.25,26 Outra consideração importante é a nefrotoxicidade provocada pela cisplatina; como grande parte dos cães com neoplasias é composta de pacientes senis, existe maior prevalência de nefropatas entre eles, o que contraindica esse quimioterápico. O terceiro ponto contra a cisplatina é seu efeito vesicante quando extravascular, provocando necrose local. Em grande parte das vezes, entre as indicações da EQT estão tumores em regiões onde a perda tecidual pode provocar morbidade ou alteração estética indevida, e dessa forma a necrose pode não ser aceitável.

Orlowski et al. demonstraram que a eletropermeabilização celular

potencializa a citotoxicidade da bleomicina em 5 a 6 vezes de magnitude.27 Já Mir et al. relatam a potencialização desse fármaco in vivo em até 10 mil vezes. Algumas poucas centenas de moléculas que ganhem o citoplasma

são necessárias para provocar a morte celular.8

Conforme a quantidade de moléculas internalizadas na célula, o mecanismo de morte celular se define entre apoptose, quando poucas

moléculas de bleomicina atingem o citoplasma,28 ou por mecanismo descrito como pseudoapoptose, se um grande número de moléculas

atravessar a membrana citoplasmática.29 No processo de pseudoapoptose, ocorre clivagem nas duas fitas do DNA, resultando em rápida geração de alterações morfológicas, assim como na apoptose usual. O termo pseudoapoptose foi designado porque este fenômeno é causado diretamente pela bleomicina, não envolvendo as proteases e endonucleases necessárias à

apoptose típica.28,29

Para Cemazar et al., a via de administração da bleomicina para a EQT pode ser intralesional ou intravenosa, sendo a efetividade antitumoral por

EQT similar para ambas.30 Mali et al.31 compararam as vias venosa e intralesional para EQT com bleomicina e cisplatina e relataram aumento significativo na regressão completa tumoral quando do uso da aplicação intralesional de bleomicina em contraponto à via venosa. A baixa efetividade da EQT com bleomicina, aplicada por via venosa, pode ser explicada pelo volume insuficiente cobrindo, com concentração adequada do fármaco, todo o tumor, por força de fluxo sanguíneo heterogêneo ou por

baixa concentração intersticial no momento da eletroporação.32 Dessa forma, tem-se que a via intralesional é a de escolha para a EQT, e deve ser realizada quando o tumor for mensurável, nodular e de extensão que permita a aplicação do quimioterápico e a eletroporação em tempo

adequado (Figura 18.5). Já neoplasias basicamente ulcerativas que se apresentam clinicamente como uma cavidade, ou ainda as planas, mas com grande extensão, e por fim as realizadas no transcirúrgico são requisitos para a via venosa na administração do quimioterápico.

A citotoxicidade da bleomicina é tempo e concentração-dependente.1,33 A janela de tempo após a aplicação do quimioterápico para a eletroporação recomendada pelo European Standard Operating Procedures on Electrochemoterapy (ESOPE), independentemente da via de aplicação, é de

28 min para o término da aplicação, sendo seguida na maioria dos estudos.32

Se a bleomicina (Tabela 18.2) ou a cisplatina (Tabela 18.3) for administrada por via intralesional, o volume tumoral deverá ser mensurado

para cálculo da dose empregada (Figura 18.6).

Entre alguns métodos, podem-se medir 3 diâmetros ortogonais (altura, H;

largura, L e comprimento, C) e aplicar na fórmula: π × H × L × C/6.34

 

Figura 18.5 Aplicação intralesional de bleomicina em carcinoma espinocelular em vulva de égua.

Tabela 18.2 Doses de bleomicina intratumoral recomendadas (“a” e “b” são os maiores

diâmetros das lesões).

 

Volume tumoral < 0,5 cm3 > 0,5 cm3 > 1 cm3

(V = ab2π/6)

 

Bleomicina (1.000 1 m 3 ℓ /cm 0,5 mℓ/cm3 0,25 m 3 ℓ /cm

UI/mℓ)

 

Tabela 18.3 Doses de cisplatina intratumoral recomendadas por volume neoplásico (“a” e

“b” são os maiores diâmetros das lesões).

 

Volume tumoral < 0,5 cm3 0,5 cm3 a 1 cm3 > 1 cm3

(V = ab2π/6)

 

Cisplatina 2 mg/cm3 1 mg/cm3 0,5 mg/cm3

 

Alguns tumores necessitam de novas sessões para regressão completa de seu volume, o que pode ocorrer em intervalos de 2 a 4 semanas. Nos casos de recidivas após regressão completa à EQT, o novo tratamento pode ser

feito conforme a progressão tumoral.35

Figura 18.6 Medição do comprimento de mastocitoma cutâneo com paquímetro para cálculo do volume tumoral.

 

Mecanismos de ação

A morte celular induzida por dano na molécula de DNA inclui apoptose, um ativo processo de autodestruição que ocorre quando há mitose de

células que contenham dano irreparável no DNA (Figura 18.7).36

O exato mecanismo pelo qual o dano ao DNA dispara o gatilho para a morte celular ainda está longe de ser perfeitamente conhecido, mas nesse contexto a bleomicina mimetiza os efeitos da radioterapia por produzir dano

na fita simples e na dupla, na via catalítica.37

Em condições experimentais, a bleomicina atua sobre o DNA, causando quebra de fita simples ou de dupla fita, pelo mesmo mecanismo de ação, e desencadeando diferentes tipos de morte celular, dependendo do tipo e do número de quebras do DNA. Em cultura de tecido, quantidades moderadas de bleomicina intracelular geram entre 500 e 50.000 quebras na dupla fita de DNA e induzem a morte celular lenta, similar à morte celular mitótica

por radiação ionizante. Contudo, quando quantidades maiores que 3 × 105 moléculas de bleomicina entram em cada célula, ocorre morte celular rápida por ação direta da bleomicina, sem ação relevante de endonuclease, com características, bioquímicas e morfológicas, de apoptose, fenômeno

denominado pseudoapoptose.28

 

Figura 18.7 Involução de melanoma oral de cão (A) após 19 dias (B), 31 dias (C) e 150 dias (D) de eletroquimioterapia.

 

Além de facilitar a entrada de moléculas exógenas nos tecidos, a eletroporação atua modificando o fluxo sanguíneo nos tecidos tumorais e

normais.38 Diferentes técnicas têm sido empregadas para avaliar as mudanças na circulação sanguínea após a eletroporação na

eletroquimioterapia30,39, e há significativa redução na perfusão local sem

qualquer alteração no fluxo sanguíneo da circulação sistêmica.40 A depuração do quimioterápico do tecido tumoral é impedida pela redução do

fluxo sanguíneo20, o que pode aumentar sua entrada em células tumorais

permeabilizadas.38

A eletroporação induz duas fases transitórias que diminuem o fluxo sanguíneo no local da eletroporação. A primeira é imediata, intensa e muito fugaz, pois promove um bloqueio vascular de curta duração em decorrência

de vasoconstricão arteriolar (Figura 18.8). A fase seguinte é mais lenta, de menor intensidade, porém mais duradoura por comprometer a ultraestrutura

vascular.39

Serša et al. demonstraram, por meio da pigmentação pelo azul patente, que o fluxo sanguíneo é recuperado totalmente com a eletroporação isolada após 24 h. Na aplicação apenas de bleomicina, não houve alteração no fluxo vascular. Porém, quando houve a EQT com bleomicina, após 24 h da

aplicação, o fluxo sanguíneo no local foi virtualmente ausente.34

 

Figura 18.8 Área com intensa redução do fluxo sanguíneo imediatamente após a aplicação de pulsos elétricos (setas).

 

Os efeitos vasculares mais precoces são associados à constrição de arteríolas e vênulas. A diminuição de diâmetro das vênulas é imediata após a eletroporação, dura aproximadamente 3 min, e é bem menos significativa que o efeito arteriolar, que também tem início imediato e dura aproximadamente 8 min até sua restauração completa ao diâmetro de antes

dos pulsos elétricos (Figura 18.9).38

A causa da primeira fase da redução do fluxo sanguíneo, imediatamente após a aplicação dos pulsos elétricos, é ocasionada pela constrição reflexa

das arteríolas por estímulo local do sistema nervoso simpático.41 É importante ressaltar que esse efeito vascular, sem associação com

quimioterápicos, não tem função antitumoral.39

Minutos após a redução do fluxo sanguíneo por vasoconstricão, em decorrência da aplicação de pulsos elétricos, ainda ocorre baixa perfusão do tecido eletroporado, que assim permanece por, ao menos, 30 min. Esse fenômeno ocorre por eletroporação de fibras musculares e células endoteliais, e com isso há aumento da pressão intersticial e diminuição da

pressão intravascular.41

Mesmo após o efeito vascular inicial por eletroporação, é possível se evidenciar decréscimo significativo no fluxo sanguíneo por danos causados nas células endoteliais da neoplasia, promovendo desarranjo de

microfilamentos e microtúbulos do citoesqueleto dessas células.30,42,43

O bloqueio vascular provocado pela vasoconstrição reflexa após a eletroporação faz com que ocorra represamento sanguíneo local e, consequentemente, aumento do tempo em que as células tumorais ficam expostas aos quimioterápicos, prevenindo também sangramento nos

tecidos2,39 (ver Figura 18.7). Esse período é mais pronunciado nos tecidos neoplásicos, provavelmente secundário ao tipo de vascularização tumoral, que se apresenta de forma irregular, e pode permanecer por horas, ao

contrário de poucos minutos nos tecidos normais.20

 

Indicações

A efetividade da EQT depende da concentração extracelular do fármaco no momento da eletroporação e da distribuição do campo elétrico no tumor. Teoricamente, se houver poração de todas as células e a disponibilidade de quimioterápico em quantidade suficiente, todos os tumores sólidos serão passíveis de ser tratados por EQT, independentemente da histologia

tumoral.44 Outros parâmetros como características tumorais (origem, estadiamento, localização), condições do paciente, quimioterápico, dose, via de aplicação e tipo de eletrodo provavelmente influenciam na resposta tumoral à EQT, mas há necessidade de maior comprovação de influência de

cada um deles.32

 

Figura 18.9 A e B. Cianose local observada 8 min após eletroquimioterapia de melanoma oral em cão.

 

Diversos autores relatam uma vasta gama de tipos histopatológicos que respondem de maneira satisfatória à EQT, porém há de ser feita a consideração de que as dimensões dos tumores tratados em Medicina Humana por vezes se distinguem muito das da Medicina Veterinária. Nesse sentido, é definido que os tumores menores que 3 cm são os que respondem

melhor à EQT.31

Revisões e meta-análises indicam a EQT com resposta objetiva em pacientes humanos para melanomas e metástases cutâneas de melanomas, carcinomas como o espinocelular e basocelular, adenocarcinoma mamário, carcinoma de Merkel, carcinoma de Bowel, adenocarcinoma de glândula salivar, carcinoma de células de transição da bexiga e adenocarcinoma apócrino. Sarcomas têm sido referenciados como responsivos à técnica de

EQT, como sarcoma de Kaposi e condrossarcoma.2,31,32,35,45

Na Medicina Veterinária, várias neoplasias têm sido tratadas com EQT, de maneira coadjuvante na terapia oncológica ou de forma isolada. Basicamente todas as descrições de técnicas foram realizadas com bleomicina ou cisplatina, podendo ser por via intralesional ou venosa no caso da bleomicina. Também as localizações anatômicas, assim como os estadiamentos clínicos, foram distintas entre as diversas neoplasias relatadas. Nesse sentido, há descrições de uso em cães e gatos em carcinoma mamário, mastocitoma, hemangioma, hemangiossarcoma,

carcinoma de células escamosas (Figura 18.10), carcinoma basocelular, adenoma e adenocarcinoma perianais, ganglioneuroblastoma, linfossarcoma, fibrossarcoma, hemangiopericitoma, epulis acantomatoso, lipossarcoma, neurofibrossarcoma, tricoepitelioma, melanoma, melanocitoma, plasmocitoma, epitelioma, rabdomiossarcoma e tumor venéreo transmissível canino. Também no sarcoide equino e no

fibropapiloma em quelônios marinhos.30,46-51

A terapia multimodal tem sido preconizada na oncologia, e a EQT vem contribuir para esse arsenal. Em sessões em que a técnica cirúrgica, quer seja pela extensão do tumor quer seja pela complexidade anatômica local, não permite margem livre de tumor, a EQT pode ser aplicada como

coadjuvante para aumentar a eficiência do procedimento.52,53 Nessa técnica, o tumor é ressecado com a maior margem possível; depois da hemostasia necessária, é feita a aplicação do quimioterápico, por via venosa ou local; e, na sequência, é realizada a eletroporação da ferida cirúrgica com margem de segurança. A síntese do tecido, incluindo pele, é feita seguindo recomendações técnicas habituais, ocorrendo a cicatrização normal, sem que deiscência ou necrose significativas sejam esperadas no pós-operatório

(Figura 18.11).54

A EQT é uma técnica de ablação com mínima invasão tecidual. Entre suas maiores vantagens, estão a seletividade, quando do uso da bleomicina, em destruir células tumorais que estão se dividindo e preservando as células

normais quiescentes.55 Dessa forma, regiões anatômicas com mínima possibilidade de margem cirúrgica adequada para excisão tumoral, como

pálpebras, narinas, orelhas, lábios, cavidade oral, vulva, períneo (Figura

18.12) e membros, são particularmente beneficiadas com o advento da EQT.

 

Limitações

As melhores respostas são obtidas em nódulos tumorais pequenos, nos quais a totalidade do tumor possa ser adequadamente eletroporada. Dessa forma, tumores com menos de 3 cm são passíveis de melhores resultados

com EQT.44 Tumores maiores, mesmo que superficiais, às vezes não requerem indicação de EQT por demandarem tempo maior que 28 min para

completa eletroporação.31

 

Figura 18.10 Carcinoma espinocelular em gato antes (A) e após 54 dias de eletroquimioterapia (B).

Figura 18.11 Evolução pós-cirúrgica de 21 dias (E) após eletroquimioterapia de neoplasia de bainha neural de cão realizada no transcirúrgico da exérese (A a D).

 

Figura 18.12 Evolução de carcinoma de células hepatoides em cão tratado por eletroquimioterapia com bleomicina. A. dia 0. B. após 21 dias. C. após 17 meses sem recidiva ou lesão ao esfíncter anal.

 

Os nódulos tumorais precisam ser acessíveis para a aplicação dos pulsos elétricos, em uma única sessão ou em várias sequenciais se for necessário. A EQT não é recomendada para pacientes com metástases sintomáticas ou de rápida progressão não cutânea em virtude da redução da expectativa de

cura.25

 

Referências bibliográficas

1. MIR, L. M. Bases and rationale of the electrochemotherapy. Eur. J. Cancer Suppl., v. 4, n. 11,

p. 38-44, 2006.

2. TESTORI, A.; TOSTI, G.; MARTINOLI, C. et al. Electrochemotherapy for cutaneous and

subcutaneous tumor lesions : a novel. Dermatol. Ther., v. 23, p. 651-61, 2010.

3. SERSA, G.; CEMAZAR, M.; SEMROV, D. et al. Changing electrode orientation improves the

efficacy of electrochemotherapy of solid tumors in mice. Bioelectrochem. Bioenerg., v. 39, p. 61-6, 1995.

4. SERSA, G.; MIKLAVCIC, D.; CEMAZAR, M. et al. Electrochemotherapy in treatment of

tumours. Eur. J. Surg. Oncol., p. 232-240, 2008.

5. SALE, A.; HAMILTON, W. Effects of high electric fields on micro-organisms: I. Killing of

bacteria and yeasts. Biochim. Biophys. Acta (BBA)., v. 148, p. 781-788, 1967.

6. KINOSITA, K.; TSONG, T. Formation and resealing of pores of controlled sizes in human

erythrocyte membrane. Nature, v. 268, n. 4, p. 438-441, 1977.

7. OKINO, M.; MOHRI, H. Effects of a high-voltage electrical impulse and an anticancer drug

on in vivo growing tumors. Jap. J. Cancer Res. Gann. v. 78, n. 12, 1987.

8. MIR, L. M.; ORLOWSKI, S.; BELEHRADEK, J. et al. Electrochemotherapy potentiation of

antitumour effect of bleomycin by local electric pulses. Eur. J. Cancer, v. 27, n. 1, p. 68-72, 1991.

9. OLIVEIRA, L.; LEMES, A.; GIOSO, M. A. et al. Efeito antitumoral do campo elétrico

potencializando quimioterápicos: estudos no modelo animal. Rev. Bras. Cir. Cabeça Pescoço, v. 37, n. 2, p. 76-81, 2008.

10. ROLS, M.; TEISSIE, J. Electropermeabilization of mammalian cells. Quantitative analysis of

the phenomenon. Biophys. J., v. 58, n. 5, p. 1089-1098, 1990.

11. TEISSIE, J.; TSONG, T. Y. Electric field induced transient pores in phospholipid bilayer

vesicles. Biochemistry, v.17, n. 20, p. 1548–54, 1981.

12. TEISSIÉ, J.; ESCOFFRE, J. M.; PAGANIN, A. et al. Drug delivery by electropulsation: recent

developments in oncology. Int. J. Pharm. Elsevier B.V., v. 423, n. 1, p. 3-6, 2012.

13. BÖCKMANN, R. A.; DE GROOT, B. L.; KAKORIN, S. et al. Kinetics, statistics, and

energetics of lipid membrane electroporation studied by molecular dynamics simulations. Biophys. J., v. 95, n. 4, p. 1837–1850, 2008.

14. DIMITROV, D. S. SOWERS A E. Membrane electroporation-fast molecular exchange by

electroosmosis. Biochim. Biophys. Acta, v. 1022, n. 3, p. 381-392, 1990.

15. PUCIHAR, G.; KOTNIK, T.; MIKLAVCIC, D. et al. Kinetics of transmembrane transport of

small molecules into electropermeabilized cells. Biophys. J., v. 95, n. 6, p. 2837-2848, 2008.

16. CIOBANU, F.; RADU, M.; MOISESCU, M. et al. Electroporation of malignant cells for

enhanced. Rom. J. Biophys., v. 17, n. 3, p. 211-217, 2007.

17. SERSA, G.; CEMAZAR, M.; SNOJ, M. Electrochemotherapy of tumours. Curr Oncol., v. 16,

n. 2, p. 34-35, 2006.

18. SERSA G. The state-of-the-art of electrochemotherapy before the ESOPE study ; advantages

and clinical uses. Electrochemotherapy, v. 4, p. 2-9, 2006.

19. SERSA, G.; MIKLAVCIC, D. Electrochemotherapy of tumours. J. Vis. Exp., n. 22, p. 9-10,

2008.

20. MIR, L.M.; MORSLI, N.; GARBAY, J. R. et al. Electrochemotherapy: a new treatment of

solid tumors. J. Exp. Clin. Cancer Res., v. 22, n. 4, p. 145-148, 2003.

21. LEBAR, A. M.; SERSA, G.; KRANJC, S. et al. Optimisation of pulse parameters in vitro for

in vivo electrochemotherapy. Anticancer Res., v. 22, n. 3, p. 1731-1736, 2002.

22. SPUGNINI, E. P.; CITRO, G.; PORRELLO, A. Rational design of new electrodes for

electrochemotherapy. J. Exp. Clin. Cancer Res., v. 24, n. 2, p. 245-254, 2005.

23. ROY, S. N.; HORWITZ, S. B. Characterization of the association of radiolabeled bleomycin A

2 with HeLa cells characterization of the association of radiolabeled bleomycin A2 with. Cancer Res., v. 44, p. 1541-1546, 1984.

24. SERSA, G.; CEMAZAR, M.; SNOJ, M. Electrochemotherapy of solid tumors-preclinical and

clinical experience. Conf. Proc. IEEE Eng. Med. Biol. Soc., v. 2011, p. 728-731, 2011.

25. MIR, L. M.; GEHL, J.; SERSA, G. et al. Standard operating procedures of the

electrochemotherapy: Instructions for the use of bleomycin or cisplatina administered either systemically or locally and electric pulses delivered by the CliniporatorTM by means of invasive or non-invasive electrodes. Eur. J. Cancer. Suppl., v. 4, n. 11, p. 14-25, 2006.

26. SPUGNINI, E. P.; RENAUD, S. M.; BUGLIONI, S. et al. Electrochemotherapy with cisplatina

enhances local control after surgical ablation of fibrosarcoma in cats: an approach to improve the therapeutic index of highly toxic chemotherapy drugs. J. Transl. Med., v. 9, n. 1, p. 152, 2011.

27. ORLOWSKI, S.; BELEHRADEY JR, J.; PAOLETTI, C. et al. Transient

electropermeabilization. Biochem. Pharmacol., v. 37, n. 24, p. 4727–4733, 1988.

28. TOUNEKTI, O.; PRON, G.; BELEHRADEK, J. et al. Bleomycin, an Apoptosis-mimetic Drug

That Induces Two Types of Cell Death Depending on the Number of Molecules Internalizeds. Cancer Res. 1993;53:5462–9.

MEKID, H.; TOUNEKTI, O.; SPATZ, A. et al. In vivo evolution of tumour cells after the

29. generation of double-strand DNA breaks. Br. J. Cancer [Internet]. 2003 Jun 2 [cited 2013 Feb

19];88(11):1763–71. Disponível em: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?

artid=2377151&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.

30. CEMAZAR, M.; TAMZALI, Y.; SERSA, G. et al. Electrochemotherapy in veterinary

oncology. J. Vet. Intern. Med., v. 22, n. 4, p. 826-831, 2008.

31. MALI, B.; MIKLAVCIC, D.; CAMPANA, L. G. et al. Tumor size and effectiveness of

electrochemotherapy. Radiol. Oncol. v. 47, n. 1, p. 32-41, 2013.

32. MALI, B.; JARM, T.; SNOJ, M. et al. Antitumor effectiveness of electrochemotherapy: a

systematic review and meta-analysis. Eur. J. Surg. Oncol., v. 39, n. 1, p. 4-16, 2013.

33. MIR, L. M.; TOUNEKTI, O.; ORLOWSKI, S. Bleomycin: revival of an old drug. Gen.

Pharmacol., v. 27, n. 5, p. 745-748, 1996.

34. SERŠA, G.; ČEMAŽAR, M.; MIKLAVČIČ, D. Tumor blood flow modifying effects of

electrochemotherapy : a potential vascular targeted mechanism. Radiol. Oncol., v. 37, n. 1, p. 43-48, 2003.

35. SERSA, G.; CEMAZAR, M.; RUDOLF, Z. Electrochemotherapy: advantages and drawbacks

in treatment of cancer patients. Review Article., v. 1, p. 133-42, 2003.

36. COHEN–JONATHAN, E. How does radiation kill cells? Curr. Opin., v. 3, n. 1, p. 77-83, 1999.

37. POVIRK, L. F.; HAN, Y. H.; STEIGHNER, R. J. Structure of bleomycin-induced DNA

double-strand breaks: predominance of blunt ends and single-base 5’ extensions. Biochemistry, v. 28, n. 14, p. 5808-5814, 1989.

38. BELLARD, E.; MARKELC, B.; PELOFY, S. et al. Intravital microscopy at the single vessel

level brings new insights of vascular modification mechanisms induced by electropermeabilization. J. Control. Release, v. 163, n. 3, p. 396-403, 2012.

39. JARM, T.; CEMAZAR, M.; MIKLAVCIC, D. et al. Antivascular effects of

electrochemotherapy: implications in treatment of bleeding metastases. Expert Rev. Anticancer Ther., v. 10, n. 5, p. 729-746, 2010.

40. SERSA, G.; CEMAZAR, M.; PARKINS, C. S. et al. Tumour blood flow changes induced by

application of electric pulses. Eur. J. Cancer., v. 35, n. 4, p. 672-677, 1999.

41. GEHL, J.; SKOVSGAARD, T.; MIR, L. M. Vascular reactions to in vivo electroporation:

characterization and consequences for drug and gene delivery. Biochim. Biophys. Acta, v. 1569, n.1-3, p. 51-8, 2002.

42. MEULENBERG, J. W.; TODOROVIC, V.; CEMAZAR. M. Differential cellular effects of

electroporation and electrochemotherapy in monolayers of human microvascular endothelial cells. PLoS One, v. 7, n. 12, p. 1-9, 2012.

43. CEMAZAR, M.; PARKINS, C. S.; HOLDER, A. L. et al. Electroporation of human

microvascular endothelial cells: evidence for an antivascular mechanism of

electrochemotherapy. Br. J. Cancer, v. 84, n. 4, p. 565-570, 2001.

44. GIARDINO, R.; FINI, M.; BONAZZI, V. et al. Electrochemotherapy a novel approach to the

treatment of metastatic nodules on the skin and subcutaneous tissues. Biomed. Pharmacother., v. 60, n. 8, p. 458-462, 2006.

45. MIR, L. M.; GLASS, L. F.; SERSA, G. et al. Effective treatment of cutaneous and

subcutaneous malignant tumours by electrochemotherapy. Br. J. Cancer, v. 77, n. 12, p. 2336-2342, 1988.

46. SILVEIRA, L. M. G.; BRUNNER, C. H. M.; FUTEMA, F. Utilização de eletroquimioterapia

em neoplasias de origem epitelial ou mesenquimal localizadas em pele ou mucosas de cães. Brazilian J. Vet. Res. Anim. Sci. v. 47, n. 1, p. 55-66, 2010.

47. SILVEIRA, L. M. G.; BRUNNER, C. H. M.; CUNHA, F. M. et al. Electrochemotherapy in

canine perianal adenocarcinoma. J. Heal. Sci. Inst., v. 29, n. 2, p. 136-138, 2011.

48. BRUNNER, C. H. M.; DUTRA, G.; SILVA, C. B. et al. Electrochemotherapy for the treatment

of fibropapillomas in Chelonia mydas. J. Zoo Wildl. Med. v. 45, n. 2, p. 213-218, 2014.

49. SPUGNINI, E. P.; FILIPPONI, M.; ROMANI, L. et al. Electrochemotherapy treatment for

bilateral pleomorphic rhabdomyosarcoma in a cat. J. Small Anim. Pract., v. 51, n. 6, p. 330-332, 2010.

50. SPUGNINI, E. P.; CITRO, G.; DOTSINSKY, I. et al. Ganglioneuroblastoma in a cat: a rare

neoplasm treated with electrochemotherapy. Vet. J., v. 178, n. 2, p. 291-293, 2008.

51. MESCHINI, S.; CONDELLO, M.; LISTA, P. et al. Electroporation adopting trains of biphasic

pulses enhances in vitro and in vivo the cytotoxic effect of doxorubicin on multidrug resistant colon adenocarcinoma cells (LoVo). Eur. J. Cancer, v. 48, n. 14, p. 2236-2343, 2012.

52. SPUGNINI, E. P.; CITRO, G.; D’AVINO, A. et al. Potential role of electrochemotherapy for

the treatment of soft tissue sarcoma: first insights from preclinical studies in animals. Int. J. Biochem Cell. Biol., v. 40, n. 2, p. 159-163, 2008.

53. SPUGNINI, E. P.; CITRO, G.; BALDI, A. Adjuvant electrochemotherapy in veterinary

patients: a model for the planning of future therapies in humans. J. Exp. Clin. Cancer Res., v. 28, p. 114, 2009.

54. SPUGNINI, E. P.; BALDI, A.; VINCENZI, B. et al. Intraoperative versus postoperative

electrochemotherapy in high grade soft tissue sarcomas: a preliminary study in a spontaneous feline model. Cancer Chemother. Pharmacol. v. 59, n. 3, p. 375-381, 2007.

55. AL-SAKERE, B.; ANDRÉ, F.; BERNAT, C. et al. Tumor ablation with irreversible

electroporation. PLoS One, v. 2, n. 11, p. e1135, 2007.

 

Bibliografia GOOD, L. M.; MILLER, M. D.; HIGH, W. A. Intralesional agents in the management of cutaneous

malignancy: a review. J. Am. Acad. Dermatol., v. 64, n. 2, p. 413-422, 2011. MIR, L. M.; ORLOWSKI, S. Mechanisms of electrochemotherapy. Adv. Drug. Deliv. Rev., v. 35, n.

1, p. 107-118, 1999.

MUÑOZ MADERO, V.; ORTEGA PÉREZ, G. Electrochemotherapy for treatment of skin and soft

tissue tumours. Update and definition of its role in multimodal therapy. Clin. Transl. Oncol., v. 13,

n. 1, p. 18-24, 2011. PODDEVIN, B.; ORLOWSKI, S.; BELEHRADEK, J. et al. Very high

cytotoxicity of bleomycin introduced into the cytosol of cells in culture. Biochem. Pharmacol., v.

42, p. 67-75, 1991.

PRON, G.; BELEHRADEY, JR. J.; MIR, L. M. Identification of a plasma membrane protein that

specifically binds bleomycin. Biochem. Biophys. Res. Commun., v. 194, n. 1, p. 333-337, 1993. REED, S. D.; FULMER, A.; BUCKHOLZ, J. et al. Bleomycin/interleukin-12 electrochemogene

therapy for treating naturally occurring spontaneous neoplasms in dogs. Cancer Gene Ther., v. 17,

n. 7, p. 457-464, 2010.

 

OceanofPDF.com